Wikipedia

Estrutura terciaria dos ácidos nucleicos

A estrutura terciaria dos ácidos nucleicos é a forma tridimensional dun polímero de ácido nucleico.[1] As moléculas de ARN e ADN son capaces de realizar diversas funcións desde o recoñecemento molecular á catálise. Tales funcións requiren unha estrutura tridimensional moi precisa. Aínda que ditas estruturas son diversas e aparentemente complexas, están compostas de motivos estruturais terciarios doadamente recoñecibles que serven como bloques de construción moleculares. Algúns dos motivos máis comúns da estrutura terciaria do ARN e ADN descríbense neste artigo, pero esta información está baseada no limitado número de estruturas resoltas. A medida que se vaian caracterizando estruturalmente novas moléculas de ARN e ADN, iranse revelando moitos máis motivos de estrutura terciaria.

Estrutura primaria dos ácidos nucleicosEstrutura secundaria dos ácidos nucleicosDobre hélice de ácidos nucleicosTalo-buclePseudonóEstrutura cuaternaria dos ácidos nucleicos
A imaxe contén ligazóns clicables
A imaxe contén ligazóns clicables
Imaxe interactiva da estrutura dos ácidos nucleicos (primaria, secundaria, terciaria e cuaternaria) usando hélices de ADN e exemplos do ribocima VS, a telomerase e o nucleosoma. (PDB ADNA PDB 1BNA PDB 4OCB PDB 4R4V PDB 1YMO PDB 1EQZ)

Estruturas helicoidais editar

 
As estruturas en dobre hélice A, B e Z.

Dobre hélice editar

Artigo principal: Dobre hélice de ácidos nucleicos.

A dobre hélice é a estrutura terciaria dominante do ADN biolóxcio e tamén é unha estrutura posible para o ARN. Na natureza crese que existen tres estruturas do ADN chamadas ADN A, ADN B e ADN Z. A forma "B", descrita por James D. Watson e Francis Crick, é a que predomina nas células.[2] Watson e Crick describiron esta estrutura como unha dobre hélice cun radio de 10 Å e unha volta de hélice de 34 Å (uns dez pares de bases).[3] A dobre hélice en solución dá unha volta completa sobre o seu eixe cada 10,4–10,5 pares de bases. Esta frecuencia de xiro depende en gran medida das forzas de empillamento (stacking) que cada base exerce sobre as súas veciñas na cadea. O ARN en dobre hélice adopta unha conformación similar á da estrutura da forma A do ADN.

Son posibles outras conformacións; de feito, só quedan dispoñibles agora as letras F, Q, U, V e Y para describir calquera nova estrutura de ADN que se descubra no futuro.[4][5] Porén, a maioría destas formas foron creadas sinteticamente e non foron observadas en sistemas biolóxicos naturais.

Tríplex de ARN
 
Tríplex no suco maior nun intrón do grupo II de Oceanobacillus iheyensis. Cada capa empillada está formada por un tríplex cun diferente esquema de cor. Os enlaces de hidróxeno entre os tríplex móstranse con liñas descontinuas negras. Os átomos de N están coloreados de azul e os de O en vermello. Da parte superior á inferior, os residuos do lado esquerdo son G288, C289 e C377.[6]
 
Imaxe detallada do tríplex do suco maior U114:A175-U101 (bases Hoogsteen) formado no pseudonó salvaxe do ARN da telomerase humana. Os enlaces de hidróxeno móstranse con liñas descontinuas negras. Os átomos de N en azul e os de O en vermello.[7]

Tríplex de ARN dos sucos maior e menor editar

O tríplex do suco menor é un motivo estrutural do ARN. Como as interaccións co suco menor do ADN están a miúdo medidadas polo grupo 2'-OH do azucre ribosa, este motivo do ARN parece moi diferente do seu equivalente no ADN. O exemplo máis común dun tríplex do suco menor é o motivo A-menor ou a inserción de bases adenosina no suco menor (véxase máis arriba). Porén, este motivo non está restrinxido a adenosinas, xa que tamén se observaron outras nucleobases que interaccionan co suco menor do ARN.

O suco menor presenta un complemento case perfecto para unha base inserida. Isto permite contactos de van der Waals, unha ampla formación de enlaces de hidróxeno e o enterramento da superficie hidrófoba, ademais de crear unha interacción moi favorable enerxeticamente.[8][9] Como os tríplex de suco menor poden empaquetar establemente un bucle libre ou unha hélice, son elementos clave na estrutura de grandes ribonucleótidos, incluíndo o intrón do grupo I,[10] o intrón do grupo II,[11] e o ribosoma.

Cuádruplex
 
Arriba:Estrutura en anel típica dun cuarteto G con apareamento Hoogsteen.[12]
 
Arriba: Cuádruplex visto en estrutura cristalina do aptámero de ARN Malaquita Verde. O G29 está implicado no suco maior, suco menor e enlaces de hidróxeno de Watson e Crick con outras tres bases.[13]

Aínda que o suco maior do ARN da forma A estándar é bastante estreito e, por tanto, está menos dispoñible para a interacción tríplex que o suco menor, poden observarse interaccións tríplex do suco maior en varias estruturas do ARN. Estas estruturas constan de varias combinacións de pares de bases e interaccións Hoogsteen. Por exemplo, o tríplex GGC (GGC amino(N-2)-N-7, imino-carbonil, carbonil-amino(N-4); Watson e Crick) observadas na subunidade do ribosoma de 50S, compostas por un par G-C de tipo Watson e Crick e unha G entrante que forma unha rede pseudo-Hoogsteen de interaccións de enlaces de hidróxeno entre ambas as bases implicadas no apareamento canónico.[12] Outros exemplos notables de tríplex do suco maior son (i) o núcleo catalítico do intrón do grupo II mostrado na figura da esquerda [6] (ii) unha tripla hélice cataliticamente esencial observada no ARN da telomerase[7] (iii) o riboswitch SAM-II[14] e (iv) o elemento para a expresión nuclear (ENE), que actúa como un elemento de estabilización do ARN por medio da formación dunha tripla hélice coa cola poli(A).[15][16]

Tamén é posible un ADN tricatenario (con tres febras) a partir de enlaces de hidróxeno de Hoogsteen ou Hoogsteen inverso no suco maior da forma B do ADN.

Cuádruplex editar

Ademais das dobres hélices e os antes mencionados tríplex, o ARN e o ADN poden tamén formar hélices cuádruplas. Hai diversas estruturas de cuádruplex de bases de ARN. Catro residuos consecutivos de guanina poden formar un cuádruplex no ARN por enlaces de hidróxeno de Hoogsteen para formar un “anel de Hoogsteen” (ver figura).[12] Os pares G-C e A-U poden tamén formar cuádruplex de bases cunha combinación de apareamento de Watson e Crick e apareamento non canónico no suco menor do ADN.[17]

O núcleo do aptámero Malaquita Verde é tamén un tipo de cuádruplex de bases cun padrón de enlaces de hidróxeno diferente (ver figura).[13] O cuádruplex pode repetirse varias veces consecutivamente, producindo unha estrutura enormemente estable.

A estrutura única das rexións cuádruplex do ARN pode exercer diferentes funcións nun sistema biolóxico. Dúas importantes funcións son o potencial de unirse a ligandos ou proteínas e a súa capacidade de estabilizar a estrutura terciaria completa do ADN ou ARN. A forte estrutura pode inhibir ou modular a transcrición e a replicación do ADN, como nos telómeros dos cromosomas e na UTR do ARNm.[18] A identidade de bases é importante para a unión de ligandos. O cuarteto G únese tipicamente a catións monovalentes como o ión potasio, mentres que outras bases poden unirse a outros numerosos ligandos como a hipoxantina nun cuádruplex U-U-C-U.[17]

Xunto con estas funcións, o cuádruplex G do ARNm arredor das rexións de unión ao ribosoma podería servir como un regulador da expresión xénica en bacterias.[19] Pode haber máis estruturas e funcións interesantes que están aínda por descubrir in vivo.

Empillamento coaxial editar

 
Estruturas secundaria (engadida á esquerda) e terciaria do ARNt mostrando empillamento coaxial.[20]

O empillamento coaxial (coaxial stacking), tamén coñecido como empillamento helicoidal, é factor determinante da estrutura terciaria do ARN de maior orde. O empillamento coaxial ocorre cando dous dúplex de ARN forman unha hélice contigua, que se estabiliza por empillamento de bases na interface das dúas hélices. O empillamento coaxial detectouse na estrutura cristalina do ARNtPhe.[21] Máis recentemente, o empillamento coaxial foi observado en estruturas de orde máis alto de moitos ribocimas, incluíndo moitas formas dos intróns de autoempalme do grupo I e grupo II. Entre os motivos de empillamento coaxial comúns están a interacción do bucle bicante (kissing loop) e o pseudonó. A estabilidade destas interaccións pode predicirse por unha adaptación das “regras de Turner”.[22]

En 1994, Walter e Turner determinaron as contribucións de enerxía libre de interaccións de empillamento co veciño máis próximo dentro da interface hélice-hélice usando un sistema modelo que creou unha interface hélice-hélice entre un oligómero curto e un tramo colgante de catro nucleótidos ao final dun talo forquita. Os seus experimentos confirmaron que a contribución termodinámica de empillamento de bases entre dúas estruturas secundarias helicoidais imitan estreitamente a termodinámica da formación do dúplex estándar (as interaccións co veciño máis próximo predín a estabilidade termodinámica da hélice resultante). A estabilidade relativa das interaccións co veciño máis próximo poden utilizarse para predicir o empillamento coaxial favorable baseado na estrutura secundaria coñecida. Walter e Turner atoparon que, como media, a predición da estrutura do ARN melloraba en exactitude do 67% ao 74% cando se incluían as contribucións do empillamento coaxial.[23]

A maioría das estruturas terciarias do ARN ben estudadas conteñen exemplos de empillamento coaxial. Algúns exemplos prominentes son o ARNtPhe, os intróns do grupo I, os intróns do grupo II e os ARNs ribosómicos. As estruturas cristalinas do ARNt revelaron a presenza de dúas hélices estendidas que se orixinan por empillamento coaxial do talo aceptor de aminoácidos co brazo T, e o empillamento dos brazos D e anticodón. Estas interaccións no ARNt orientan o talo anticodón perpendicularmente ao talo aminoácido, orixinando a estrutura terciaria con forma de L funcional.[21] Nos intróns do grupo I, demostrouse que as hélices P4 e P6 teñen empillamento coaxial usando unha combinación de métodos bioquímicos[24] e cristalográficos. A estrutura cristalina de P456 proporcionou unha visión detallada de como o empillamento coaxial estabiliza o empaquetamento de hélices de ARN en estruturas terciarias.[25] No intrón do grupo II de autoempalme de Oceanobacillus iheyensis, os talos IA e IB empíllanse coaxialmente e contribúen á orientación relativa das hélices que constitúen unha unión de cinco vías.[6] Esta orientación facilita o pregamento correcto do sitio activo dun ribocima funcional. O ribosoma contén numerosos exemplos de empillamento coaxial, incluíndo segmentos empillados de ata 70 bp.[26]

 
Formación dun pseudonó con empillamento coaxial das dúas hélices.

Dous motivos comúns con empillamento coaxial son os bucles bicantes e os pseudonós. Nas interaccións de bucle bicante, as rexións de bucle monocatenario de dúas forquitas interaccionan por apareamento de bases, formando unha hélice empillada coaxialmente composta. Hai que salientar que esta estrutura permite que todos os nucleótidos de cada bucle participen no apareamento de bases e nas interaccións de empillamento. Este motivo foi visualizado e estudado usando análise de resonancia magnética nuclear por Lee e Crothers.[27] O motivo do pseudonó parece cando as bases dunha rexión monocatenaria dun bucle forquita se aparean cunha secuencia de augas arriba ou augas abaixo na secuencia dentro dunha mesma febra de ARN. As dúas rexións dúplex resultantes a miúdo empílanse entre si, formando unha hélice empillada coaxialmente composta. Un exemplo dun motivo pseudonó é o moi estable ribocima do virus da hepatite delta, no cal o seu esqueleto molecular mostra unha topoloxía de pseudonó dobre global.[28]

Un efecto similar ao empillamento coaxial observouse en estruturas de ADN deseñado racionalmente. As estruturas do ADN origami conteñen un gran número de dobres hélices con extremos romos expostos. Observouse que estas estruturas se adhiren polos bordos que conteñen estes extremos romos expostos, debido a interaccións de empillamento hidrófobas.[29]

Outros motivos editar

Interaccións tetrabucle-receptor editar

 
Representación de barras do tetrabucle GAAA, un exemplo da familia dos tetrabucles GNRA.[30]

As interaccións tetrabucle-receptor combinan o apareamento de bases e as interaccións de empillamento entre os nucleótidos do bucle dun motivo tetrabucle e un motivo receptor localizado dentro dun dúplex de ARN, creando un contacto terciario que estabiliza o pregamento terciario global dunha molécula de ARN. Os tetrabucles son tamén estruturas posibles nos dúplex de ADN.[31]

Os talos-bucles poden variar moito en tamaño e secuencia, pero os tetrabucles de catro nucleótidos son moi comúns e xeralmente pertencen a algunha das tres clases que hai baseadas na secuencia.[32] Estas tres familias son as dos tetrabucles CUYG, UNCG e GNRA (ver figura).[33] En cada unha destas familias de tetrabucles o segundo e terceiro nucleótidos forman un xiro na febra de ARN e un apareamento de bases entre o primeiro e cuarto nucleótidos estabiliza a estrutura de talo-bucle. En xeral, determinouse que a estabilidade do tetrabucle depende da composición de bases dentro do bucle e da composición deste "par de bases de peche".[34] A familia GNRA de tetrabucles é a que máis comunmente se observa nas interaccións tetrabucle-receptor. Adicionalmente, os tetrbucles UMAC son versións alternativas dos bucles GNRA, compartindo ambos estruturas do esqueleto molecular similares; malia estas semellanzas, son diferentes nas interaccións a longo rango que poden realizar.[35]

 
Tetrabucle GAAA e receptor: Representación de barras do tetrabucle (amarelo) e do seu receptor, mostrando apareamentos de Watson e Crick e de Hoogsteen.[30]

Os “motivos receptores tetrabucle” son interaccións terciarias de longo rango[36] consistentes en enlaces de hidróxeno entre as bases do tetrabucle con secuencias do talo-bucle en seccións distais da estrutura secundaria do ARN.[37] Ademais dos enlaces de hidróxeno, as interaccións de empillamento son un compoñente importante destas interaccións terciarias. Por exemplo, nas interaccións do tetrabucle GNRA, o segundo nucleótido do tetrabucle empíllase directamente cun motivo plataforma A (véxase máis arriba) dentro do receptor.[25] A secuencia do tetrabucle e o seu receptor a miúdo covaría para que se poida facer o mesmo tipo de contacto terciario con diferentes isoformas do tetrabucle e do seu receptor correspondente.[38]

Por exemplo, o intrón do grupo I de autoempalme depende de motivos de receptor de tetrabucle para a súa estrutura e funcionamento.[25][37] Especificamente, os tres residuos de adenina do motivo GAAA canónico empíllanse na parte superior da hélice receptora e forman enlaces de hidróxeno estabilizantes múltiples co receptor. A primeira adenina da secuencia GAAA forma un apareamento de bases triplo coas bases AU do receptor. A segunda adenina está estabilizada por enlaces de hidróxeno coa mesma uridina, así como por medio do seu grupo 2'-OH co receptor e por interaccións coa guanina do tetrabucle GAAA. A terceira adenina forma un par de bases triplo.

O motivo A-menor editar

Interaccións A-menor
 
Interacción A-menor de tipo I: As interaccións de tipo I son as interaccións de tipo A-menor máis comúns e máis fortes, como as que implican numerosos enlaces de hidróxeno e enterran a base A entrante no suco menor.[39]
 
Interacción A-menor de tipo II: As interaccións de tipo II implican ao grupo 2'-OH e o N3 da adenosina. A adenosina interacciona co grupo 2'-OH da citosina no suco menor. A forza desta interacción é da mesma orde que a da interacción de tipo I.[39]

O motivo A-menor é un motivo de estrutura terciaria moi común no ARN. Fórmase pola inserción de nucleósidos non apareados no suco menor dun dúplex de ARN. É un exemplo de tríplex do suco menor. Aínda que a guanosina, citosina e uridina poden tamén formar interaccións triplas no suco menor, as interaccións no suco menor con adenina son moi comúns. No caso da adenina, o bordo N1-C2-N3 da base que se insire forma enlaces de hidróxeno cun ou con ambos os grupos 2’-OH do dúplex, así como as bases do dúplex (ver figura:Interaccións A-menor). O dúplex hóspede adoita ser un apareamento G-C.

Os motivos A-menor divídense en catro clases,[8][9] denominadas tipos 0, I, II e III, baseándose na posiciión da base inserida en relación cos dous 2’-OH do par de bases de Watson e Crick. Nos tipos I e II de motivos A-menor, o N3 da adenina está inserido profundamente no suco menor do dúplex (ver figura: interaccións A-menor de tipo II), e hai unha boa complementariedade na forma co par de bases. A diferenza dos tipos 0 e III, as interacciós dos tipos I e II son específicas para a adenina debido ás interaccións de formación de enlaces de hidróxeno. Na interacción de tipo III tanto o O2' coma o N3 da base que se insire están asociados menos de preto co suco menor do dúplex. Os motivos de tipos 0 e III son máis débiles e non específicos porque están mediados por interaccións cun só grupo 2’-OH (ver figura: Interaccións A-menor de tipos 0 e III).

O motivo A-menor é un dos motivos estruturais máis comúns do ARN no ribosoma, onde contribúe á unión do ARNt á subunidade de 23S.[40] Xeralmente estabilizan as interaccións do dúplex de ARN en bucles e hélices, como na parte central dos intróns do grupo II.[6]

Un exemplo interesante de función do motivo A-menor é o seu papel no recoñecemento do anticodón. O ribosoma debe discriminar entre os pares correctos ou incorrectos codón-anticodón. Faino en parte por medio da inserción de bases adenina no suco menor. Os pares codón-anticodón incorrectos presentarán unha xeometría helicoidal distorsionada, que lles impedirá a interacción con A-menor ao estabilizar a unión, e incrementará a taxa de disociación do ARNt incorrecto.[41]

Unha análise de motivos A-menor no ARNr 23S revelou unha rede xerárquica de dependencias estruturais, que se suxeriu está relacionada coa evolución do ribosoma e coa orde dos eventos que levaron ao desenvolvemento da subunidade maior bacteriana moderna.[42]

O motivo A-menor e a súa nova subclase, chamada interacción A-menor WC/H, fortalecen outras estruturas terciarias como as hélices triplas do suco maior identificadas en elementos de estabilización do ARN.[16][15]

Cremalleira de ribosa editar

 
Cremalleiras de ribosa: Vista dunha cremalleira de ribosa canónica entre dous esqueletos moleculares de ARN.[30]

A cremalleira de ribosa é un elemento estrutural terciario do ARN no cal dúas cadeas de ARN se manteñen xuntas por interaccións de enlaces de hidróxeno entre os grupos 2’-OH do azucre ribosa de diferentes febras. O 2'-OH pode comportarse como doante ou como receptor de enlaces de hidróxeno, o cal permite a formación de enlaces de hidróxeno bifurcados con outro 2’OH.[43][44]

Informouse de numerosas formas de cremalleira de ribosa, pero un tipo común implica catro enlaces de hidróxeno entre grupos 2'-OH de azucres adxacentes. As cremalleiras de ribosa aparecen frecuentemente en disposicións que estabilizan interaccións entre febras de ARN separadas.[45] As cremalleiras de ribosa obsérvanse a miúdo como interaccións talo-bucle cunha especificidade de secuencia moi baixa. Porén, nas subunidades ribosómicas menor e maior, existe unha propensión polas cremalleiras de ribosa de secuencia CC/AA, con dúas citosinas na primeira cadea apareadas con dúas adeninas na segunda cadea.

Papel dos ións metálicos editar

Unión de ións metálicos nos intróns do grupo I
 
Imaxe de PDB da coordinación de magnesio da esfera interna nun intrón do grupo I. As dúas bólas vermellas indican ións magnesio e as liñas descontinuas que parten dos ións indican coordinación cos grupos respectivos nos nucleótidos. O esquema de codificación de cores é o seguinte: verde=carbono, laranxa=fosfato, rosa=oxíxeno, azul=nitróxeno.[46]
 
Imaxe de PDB do peto de unión de P5c dun intrón do grupo I mostrando a esfera de coordinación externa. Aquí, as seis aminas da hexamina de osmio(III) cumpren o papel xeralmente reservado a moléculas de auga e media a interacción dos ións co suco maior. A coordinación por medio de enlaces de hidróxeno está indicada con liñas descontinuas e o osmio está coloreado de rosa; outras once cores son coma as de arriba.[30]

Os ARNs funcionais adoitan ser moléculas pregadas estables con formas tridimensionais en lugar de febras lineares flexibles.[47] Os catións son esenciais para a estabilización termodinámica das estruturas terciarias do ARN. Os catións metálicos que se unen ao ARN poden ser monovalentes, divalentes ou trivalentes. O ión potasio (K+) é un ión monovalente común que se une ao ARN. Un ión divalente frecuente que tamén se une ao ARN é o magnesio (Mg2+). Outros ións que se atoparon unidos ao ARN in vivo e in vitro son o sodio (Na+), calcio (Ca2+) e manganeso (Mn2+). Catións orgánicos multivalentes como a espermidina ou a espermina tamén se encontran nas células e fan importantes contribucións ao pregamento do ARN. Os ións trivalentes como a hexamina de cobalto ou os ións de lantánidos como o terbio (Tb3+) son útiles ferramentas experimentais para estudar a unión de metais ao ARN.[48][49]

Un metal iónico pode interaccionar cun ARN de múltiples maneiras. Un ión pode asociarse difusamente co esqueleto molecular do ARN, apantallando as que doutro modo serían interaccións electrostáticas desfavorables. Esta protección da carga adoitan realizalo ións monovalentes. Os ións unidos ao sitio estabilizan elementos específicos da estrutura terciaria do ARN. As interaccións de unión ao sitio poden subdividirse en dúas categorías dependendo de se a auga funciona como mediadora na unión do metal. As ineraccións da “esfera externa” son mediadas por moléculas de auga que rodean o ión metálico. Por exemplo, o hexahidrato de magnesio interacciona con e estabiliza motivos de estrutura terciaria do ARN específicos por medio de interaccións con guanosina no suco maior. Inversamente, as interaccións da “esfera interna” están mediadas directamente por ións metálicos. O ARN a miúdo experimenta o seu pregamento en múltiples etapas e estas poden ser estabilizadas por diferentes tipos de catións. Nas etapas iniciais, o ARN forma estruturas secundarias estabilizadas pola unión de catións monovalentes ou divalentes e aminas polianiónicas para neutralizar o esqueleto molecular polianiónico. As etapas finais deste proceso implican a formación dunha estrutura terciaria do ARN, que se estabiliza maiormente pola unión de ións divalentes como o magnesio con posibles contribucións da unión de potasio.

Os sitios de unión de metais están a miúdo localizados no suco maior estreito e profundo do dúplex de ARN, coordinando os bordos de Hoogsteen das purinas. En concreto, catións metálicos estabilizan sitios onde o esqueleto da molécula xira, nos que o empaquetamento moi estreito dos fosfatos orixina unha rexión con gran densidade de cargas negativas. Nos dúplex de ARN hai varios motivos estruturais para a unión de metais que foron identificados nas súas estruturas cristalinas. Por exemplo, no dominio P4-P6 do intrón do grupo I de Tetrahymena thermophila varios sitios de unión de metais constan dun tándem de pares cambaleantes G-U e un tándem de apareamentos incorrectos G-A, nos cales os catións divalentes interaccionan cos bordos de Hoogsteen da guanosina polos átomos O6 e N7.[50][51][52] Outro motivo de unión a ións nos intróns do grupo I de Tetrahymena é o motivo plataforma A-A, no cal adenosinas consecutivas nunha mesma febra do ARN forman un pseudopar de bases non canónico.[53] A diferenza do motivo en tándem G-U, o motivo plataforma A-A únense preferentemente a catións monovalentes. En moitos destes motivos, a ausencia de catións monovalentes ou divalentes ten como resultado unha maior flexibilidade ou a perda da estrutura terciaria.

Os ións metálicos divalentes, especialmente o magnesio, son importantes para a estrutura das unións (junctions) do ADN como a unión de Holliday que intervén na recombinación xenética. O ión magnesio apantalla os grupos fosfato cargados negativamene na unión e permítelles posicionarse máis próximos, facilitando unha conformación empillada en vez de non empillada.[54] O magnesio é vital para estabilizar este tipo de unións nas estruturas deseñadas artificialmente usadas na nanotecnoloxía do ADN, como o motivo de sobrecruzamento dobre.[55]

Historia editar

Os primeiros traballos sobre bioloxía estrutural do ARN coincidiron, máis ou menos, cos realizados sobre o ADN a inicios da década de 1950. Na súa publicación pioneira de 1953, Watson e Crick suxeriron que o ateigamento de van der Waals polos grupos 2'OH das ribosas impedirían que o ARN adoptase unha estrutura de dobre hélice idéntica á do modelo proposto para o ADN, hoxe chamado forma B do ADN.[56] Isto suscitou cuestións sobre a estrutura tridimensional do ARN: podía esta molécula formar algún tipo de estrutura helicoidal, e se podía, cal era?

Na metade da década de 1960 o papel do ARNt na síntese proteica estaba sendo intensamente estudado. En 1965, Holley et al. purificaron a primeira secuencia dunha molécula de ARNt, e propuxeron inicialmente que adoptaba unha estrutura de folla de trevo, baseándose principalmente na capacidade de certas rexións da molécula de formar estruturas de talo-bucle.[57] O illamento do ARNt foi o primeiro gran froito das investigacións sobre a bioloxía estrutural do ARN. En 1971, Kim et al. conseguiron outro grande avance, producindo cristais de ARNtPhe de lévedo que difractaron con resolucións de 2-3 ángstroms usando espermina, unha poliamina natural, que se unía e estabilizaba o ARNt.[58]

Despois de conseguírense as primeiras estruturas do ARNt pasou un tempo considerable no que non se conseguiron grandes avances no campo da estrutura do ARN. A capacidade de estudar unha estrutura de ARN dependía do potencial de illar o ARN diana. Isto foi unha limitación neste campo durante moitos anos, en parte porque outras dianas coñecidas, é dicir, o ribosoma, eran significativamene máis difíciles de illar e cristalizar. Así, durante uns vinte anos despois da publicación orixinal da estrutura do ARNtPhe, só se resolveran as estruturas dunha manchea doutras dianas de ARN, e case todos eles pertencían á familia dos ARN transferentes.[59]

Esta desafortunada falta de éxitos sería finalmente superada principalmente debido a dous grandes avances na investigación dos ácidos nucleicos: a identificación dos ribocimas, e a capacidade de producilos por transcrición in vitro. Despois da publicación de Tom Cech que mostraba que o intrón do grupo I de Tetrahymena funcionaba como un ribocima autocatalítico,[60] e do informe de Sidney Altman sobre a catálise feita polo ARN ribonuclease P,[61] identificáronse varios outros ARNs cataliticos a finais da década de 1980,[62] incluíndo o ribocima cabeza de martelo. En 1994, McKay et al. publicaron a estrutura dun 'complexo ribocima ARN-ADN cabeza de martelo-inhibidor' a unha resolución de 2,6 Å, no cal a actividade autocatalítica do ribocima era alterada pola unión ao substrato ADN.[63] Ademais dos avances feitos na determinación da estrutura global por cristalografía, o inicio da década de 1990 tamén viu a aplicación da resonancia magnética nuclear (RMN) como unha técnica poderosa na bioloxía estrutrural do ARN. Investigacións como estas permitiron unha caracterización máis precisa do apareamento de bases e as interaccións de empillamento que estabilizaban o pregamento global de moléculas de ARN grandes.

O rexurdimento da bioloxía estrutural do ARN a metade da década de 1990 causou unha verdadeira explosión no eido da investigación estrutural dos ácidos nucleicos. Desde a publicación das estruturas do ribocima cabeza de martelo e do P4-6, fixéronse numerosas contribucións máis a este campo. Algúns dos exemplos máis salientables son as estruturas dos intróns do grupo I e do grupo II,[6] e o ribosoma.[39] As primeiras tres estruturas producíronse usando transcrición in vitro, e a RMN exerceu un papel importante na investigación de compoñentes parciais de todas as estruturas, proba do indispensables que son estas técnicas na investigación estrutural do ARN. O Premio Nobel de Química de 2009 concedéuselles a Ada Yonath, Venkatraman Ramakrishnan e Thomas A. Steitz polos seus traballos sobre o ribosoma, o que demostra o papel prominente adquirido pola bioloxía estrutural do ARN en bioloxía molecular.

Notas editar

  1. ↑ "tertiary structure". Compendium of Chemical Terminology (the "Gold Book") (2ª ed.). IUPAC.  (2006–) [1997]. 
  2. ↑ Richmond TJ, Davey CA (maio de 2003). "The structure of DNA in the nucleosome core". Nature 423 (6936): 145–50. Bibcode:2003Natur.423..145R. PMID 12736678. doi:10.1038/nature01595. 
  3. ↑ Watson JD, Crick FH (abril de 1953). "Molecular structure of nucleic acids; a structure for deoxyribose nucleic acid" (PDF). Nature 171 (4356): 737–8. Bibcode:1953Natur.171..737W. PMID 13054692. doi:10.1038/171737a0. 
  4. ↑ Bansal M (2003). "DNA structure: Revisiting the Watson-Crick double helix". Current Science 85 (11): 1556–1563. 
  5. ↑ Ghosh A, Bansal M (2003). "A glossary of DNA structures from A to Z". Acta Crystallogr D 59 (4): 620–626. PMID 12657780. doi:10.1107/S0907444903003251. 
  6. ↑ 6,0 6,1 6,2 6,3 6,4 PDB 3BWP; Toor N, Keating KS, Taylor SD, Pyle AM (abril de 2008). "Crystal structure of a self-spliced group II intron". Science 320 (5872): 77–82. Bibcode:2008Sci...320...77T. PMC 4406475. PMID 18388288. doi:10.1126/science.1153803. ; obtido con PyMOL
  7. ↑ 7,0 7,1 PDB 2K95; Kim NK, Zhang Q, Zhou J, Theimer CA, Peterson RD, Feigon J (decembro de 2008). "Solution structure and dynamics of the wild-type pseudoknot of human telomerase RNA". J. Mol. Biol. 384 (5): 1249–61. PMC 2660571. PMID 18950640. doi:10.1016/j.jmb.2008.10.005. ; obtido con PyMOL
  8. ↑ 8,0 8,1 Nissen P, Ippolito JA, Ban N, Moore PB, Steitz TA (abril de 2001). "RNA tertiary interactions in the large ribosomal subunit: the A-minor motif". Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 98 (9): 4899–903. Bibcode:2001PNAS...98.4899N. PMC 33135. PMID 11296253. doi:10.1073/pnas.081082398. 
  9. ↑ 9,0 9,1 Doherty EA, Batey RT, Masquida B, Doudna JA (abril de 2001). "A universal mode of helix packing in RNA". Nat. Struct. Biol. 8 (4): 339–43. PMID 11276255. doi:10.1038/86221. 
  10. ↑ Szewczak AA, Ortoleva-Donnelly L, Ryder SP, Moncoeur E, Strobel SA (decembro de 1998). "A minor groove RNA triple helix within the catalytic core of a group I intron". Nat. Struct. Biol. 5 (12): 1037–42. PMID 9846872. doi:10.1038/4146. 
  11. ↑ Boudvillain M, de Lencastre A, Pyle AM (xullo de 2000). "A tertiary interaction that links active-site domains to the 5' splice site of a group II intron". Nature 406 (6793): 315–8. Bibcode:2000Natur.406..315B. PMID 10917534. doi:10.1038/35018589. 
  12. ↑ 12,0 12,1 12,2 PDB 1RAU; Cheong C, Moore PB (setembro de 1992). "Solution structure of an unusually stable RNA tetraplex containing G- and U-quartet structures". Biochemistry 31 (36): 8406–14. PMID 1382577. doi:10.1021/bi00151a003. ; obtido con PyMOL
  13. ↑ 13,0 13,1 PDB 1FIT; Baugh C, Grate D, Wilson C (agosto de 2000). "2.8 A crystal structure of the malachite green aptamer". J. Mol. Biol. 301 (1): 117–28. PMID 10926496. doi:10.1006/jmbi.2000.3951. ; obtido con PyMOL
  14. ↑ Gilbert SD, Rambo RP, Van Tyne D, Batey RT (febreiro de 2008). "Structure of the SAM-II riboswitch bound to S-adenosylmethionine". Nat. Struct. Mol. Biol. 15 (2): 177–82. PMID 18204466. doi:10.1038/nsmb.1371. 
  15. ↑ 15,0 15,1 Mitton-Fry RM, DeGregorio SJ, Wang J, Steitz TA, Steitz JA (novembro de 2010). "Poly(A) tail recognition by a viral RNA element through assembly of a triple helix". Science 330 (6008): 1244–7. Bibcode:2010Sci...330.1244M. PMC 3074936. PMID 21109672. doi:10.1126/science.1195858. 
  16. ↑ 16,0 16,1 Torabi SF, Vaidya AT, Tycowski KT, DeGregorio SJ, Wang J, Shu MD, et al. (xaneiro de 2021). "RNA stabilization by a poly(A) tail 3'-end binding pocket and other modes of poly(A)-RNA interaction". Science 371 (6529). ISSN 0036-8075. PMC 9491362. PMID 33414189. doi:10.1126/science.abe6523. 
  17. ↑ 17,0 17,1 Batey RT, Gilbert SD, Montange RK (novembro de 2004). "Structure of a natural guanine-responsive riboswitch complexed with the metabolite hypoxanthine". Nature 432 (7015): 411–5. Bibcode:2004Natur.432..411B. PMID 15549109. doi:10.1038/nature03037. 
  18. ↑ Arthanari H, Bolton PH (marzo de 2001). "Functional and dysfunctional roles of quadruplex DNA in cells". Chem. Biol. 8 (3): 221–30. PMID 11306347. doi:10.1016/S1074-5521(01)00007-2. 
  19. ↑ Oliver AW, Bogdarina I, Schroeder E, Taylor IA, Kneale GG (agosto de 2000). "Preferential binding of fd gene 5 protein to tetraplex nucleic acid structures". J. Mol. Biol. 301 (3): 575–84. PMID 10966771. doi:10.1006/jmbi.2000.3991. 
  20. ↑ PDB 6tna; Sussman JL, Holbrook SR, Warrant RW, Church GM, Kim SH (agosto de 1978). "Crystal structure of yeast phenylalanine transfer RNA. I. Crystallographic refinement". J. Mol. Biol. 123 (4): 607–30. PMID 357742. doi:10.1016/0022-2836(78)90209-7. ; obtido con PyMOL.
  21. ↑ 21,0 21,1 Quigley GJ, Rich A (novembro de 1976). "Structural domains of transfer RNA molecules". Science 194 (4267): 796–806. Bibcode:1976Sci...194..796Q. PMID 790568. doi:10.1126/science.790568. 
  22. ↑ "Douglas H. Turner". Turner’s rules. Department of Chemistry, University of Rochester. 
  23. ↑ Walter AE, Turner DH, Kim J, Lyttle MH, Müller P, Mathews DH, Zuker M (setembro de 1994). "Coaxial stacking of helixes enhances binding of oligoribonucleotides and improves predictions of RNA folding". Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 91 (20): 9218–22. Bibcode:1994PNAS...91.9218W. PMC 44783. PMID 7524072. doi:10.1073/pnas.91.20.9218. 
  24. ↑ Murphy FL, Wang YH, Griffith JD, Cech TR (setembro de 1994). "Coaxially stacked RNA helices in the catalytic center of the Tetrahymena ribozyme". Science 265 (5179): 1709–12. Bibcode:1994Sci...265.1709M. PMID 8085157. doi:10.1126/science.8085157. 
  25. ↑ 25,0 25,1 25,2 Cate JH, Gooding AR, Podell E, Zhou K, Golden BL, Kundrot CE, Cech TR, Doudna JA (setembro de 1996). "Crystal structure of a group I ribozyme domain: principles of RNA packing". Science 273 (5282): 1678–85. Bibcode:1996Sci...273.1678C. PMID 8781224. doi:10.1126/science.273.5282.1678. 
  26. ↑ Noller HF (setembro de 2005). "RNA structure: reading the ribosome". Science 309 (5740): 1508–14. Bibcode:2005Sci...309.1508N. PMID 16141058. doi:10.1126/science.1111771. 
  27. ↑ Lee AJ, Crothers DM (agosto de 1998). "The solution structure of an RNA loop-loop complex: the ColE1 inverted loop sequence". Structure 6 (8): 993–1005. PMID 9739090. doi:10.1016/S0969-2126(98)00101-4. 
  28. ↑ Ferré-D'Amaré AR, Zhou K, Doudna JA (outubro de 1998). "Crystal structure of a hepatitis delta virus ribozyme". Nature 395 (6702): 567–74. Bibcode:1998Natur.395..567F. PMID 9783582. doi:10.1038/26912. 
  29. ↑ Rothemund PW (marzo de 2006). "Folding DNA to create nanoscale shapes and patterns" (PDF). Nature 440 (7082): 297–302. Bibcode:2006Natur.440..297R. PMID 16541064. doi:10.1038/nature04586. 
  30. ↑ 30,0 30,1 30,2 30,3 PDB 1GID; Cate JH, Gooding AR, Podell E, Zhou K, Golden BL, Kundrot CE, Cech TR, Doudna JA (setembro de 1996). "Crystal structure of a group I ribozyme domain: principles of RNA packing". Science 273 (5282): 1678–85. Bibcode:1996Sci...273.1678C. PMID 8781224. doi:10.1126/science.273.5282.1678. ; obtido con PyMOL
  31. ↑ Nakano M, Moody EM, Liang J, Bevilacqua PC (decembro de 2002). "Selection for thermodynamically stable DNA tetraloops using temperature gradient gel electrophoresis reveals four motifs: d(cGNNAg), d(cGNABg),d(cCNNGg), and d(gCNNGc)". Biochemistry 41 (48): 14281–92. PMID 12450393. doi:10.1021/bi026479k. 
  32. ↑ Moore PB (1999). "Structural motifs in RNA". Annu. Rev. Biochem. 68 (1): 287–300. PMID 10872451. doi:10.1146/annurev.biochem.68.1.287. 
  33. ↑ Abramovitz DL, Pyle AM (febreiro de 1997). "Remarkable morphological variability of a common RNA folding motif: the GNRA tetraloop-receptor interaction". J. Mol. Biol. 266 (3): 493–506. PMID 9067606. doi:10.1006/jmbi.1996.0810. 
  34. ↑ Moody EM, Feerrar JC, Bevilacqua PC (xuño de 2004). "Evidence that folding of an RNA tetraloop hairpin is less cooperative than its DNA counterpart". Biochemistry 43 (25): 7992–8. PMID 15209494. doi:10.1021/bi049350e. 
  35. ↑ Zhao Q, Huang HC, Nagaswamy U, Xia Y, Gao X, Fox GE (agosto de 2012). "UNAC tetraloops: to what extent do they mimic GNRA tetraloops?". Biopolymers 97 (8): 617–628. PMID 22605553. doi:10.1002/bip.22049. 
  36. ↑ Williams DH, Gait MJ, Loakes D (2006). Nucleic Acids in Chemistry and Biology. Cambridge, UK: RSC Pub. ISBN 0-85404-654-2. 
  37. ↑ 37,0 37,1 Jaeger L, Michel F, Westhof E (marzo de 1994). "Involvement of a GNRA tetraloop in long-range RNA tertiary interactions". J. Mol. Biol. 236 (5): 1271–6. PMID 7510342. doi:10.1016/0022-2836(94)90055-8. 
  38. ↑ Michel F, Westhof E (decembro de 1990). "Modelling of the three-dimensional architecture of group I catalytic introns based on comparative sequence analysis". J. Mol. Biol. 216 (3): 585–610. PMID 2258934. doi:10.1016/0022-2836(90)90386-Z. 
  39. ↑ 39,0 39,1 39,2 PDB 1FFK; Ban N, Nissen P, Hansen J, Moore PB, Steitz TA (agosto de 2000). "The complete atomic structure of the large ribosomal subunit at 2.4 A resolution". Science 289 (5481): 905–20. Bibcode:2000Sci...289..905B. PMID 10937989. doi:10.1126/science.289.5481.905. ; obtido con PyMOL
  40. ↑ Nissen P, Ippolito JA, Ban N, Moore PB, Steitz TA (abril de 2001). "RNA tertiary interactions in the large ribosomal subunit: the A-minor motif". Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 98 (9): 4899–903. Bibcode:2001PNAS...98.4899N. PMC 33135. PMID 11296253. doi:10.1073/pnas.081082398. 
  41. ↑ Yoshizawa S, Fourmy D, Puglisi JD (setembro de 1999). "Recognition of the codon-anticodon helix by ribosomal RNA". Science 285 (5434): 1722–5. PMID 10481006. doi:10.1126/science.285.5434.1722. 
  42. ↑ Bokov K, Steinberg SV (febreiro de 2009). "A hierarchical model for evolution of 23S ribosomal RNA". Nature 457 (7232): 977–80. Bibcode:2009Natur.457..977B. PMID 19225518. doi:10.1038/nature07749. 
  43. ↑ Batey RT, Rambo RP, Doudna JA (agosto de 1999). "Tertiary Motifs in RNA Structure and Folding". Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 38 (16): 2326–2343. PMID 10458781. doi:10.1002/(SICI)1521-3773(19990816)38:16<2326::AID-ANIE2326>3.0.CO;2-3. 
  44. ↑ Tamura M, Holbrook SR (xullo de 2002). "Sequence and structural conservation in RNA ribose zippers". J. Mol. Biol. 320 (3): 455–74. PMID 12096903. doi:10.1016/S0022-2836(02)00515-6. 
  45. ↑ PDB 3IGI; Toor N, Keating KS, Fedorova O, Rajashankar K, Wang J, Pyle AM (xaneiro de 2010). "Tertiary architecture of the Oceanobacillus iheyensis group II intron". RNA 16 (1): 57–69. PMC 2802037. PMID 19952115. doi:10.1261/rna.1844010. ; obtido usando PyMOL.
  46. ↑ PDB 1ZZN; Stahley MR, Strobel SA (setembro de 2005). "Structural evidence for a two-metal-ion mechanism of group I intron splicing". Science 309 (5740): 1587–90. Bibcode:2005Sci...309.1587S. PMID 16141079. doi:10.1126/science.1114994. ; obtido con PyMOL
  47. ↑ Celander DW, Cech TR (xaneiro de 1991). "Visualizing the higher order folding of a catalytic RNA molecule". Science 251 (4992): 401–7. Bibcode:1991Sci...251..401C. PMID 1989074. doi:10.1126/science.1989074. 
  48. ↑ Pyle AM (setembro de 2002). "Metal ions in the structure and function of RNA". J. Biol. Inorg. Chem. 7 (7–8): 679–90. PMID 12203005. doi:10.1007/s00775-002-0387-6. 
  49. ↑ Morrow, Janet R.; Andolina, Christopher M. (2012). "Chapter 6. Spectroscopic Investigations of Lanthanide Ion Binding to Nucleic Acids". En Sigel, Astrid; Sigel, Helmut; Sigel, Roland K. O. Interplay between Metal Ions and Nucleic Acids. Metal Ions in Life Sciences 10. Springer. pp. 171–197. PMID 22210339. doi:10.1007/978-94-007-2172-2_6. 
  50. ↑ Cate JH, Doudna JA (outubro de 1996). "Metal-binding sites in the major groove of a large ribozyme domain". Structure 4 (10): 1221–9. PMID 8939748. doi:10.1016/S0969-2126(96)00129-3. 
  51. ↑ Kieft JS, Tinoco I (maio de 1997). "Solution structure of a metal-binding site in the major groove of RNA complexed with cobalt (III) hexammine". Structure 5 (5): 713–21. PMID 9195889. doi:10.1016/S0969-2126(97)00225-6. 
  52. ↑ Rüdisser S, Tinoco I (febreiro de 2000). "Solution structure of Cobalt(III)hexammine complexed to the GAAA tetraloop, and metal-ion binding to G·A mismatches". J. Mol. Biol. 295 (5): 1211–23. PMID 10653698. doi:10.1006/jmbi.1999.3421. 
  53. ↑ Burkhardt C, Zacharias M (outubro de 2001). "Modelling ion binding to AA platform motifs in RNA: a continuum solvent study including conformational adaptation". Nucleic Acids Res. 29 (19): 3910–8. PMC 60250. PMID 11574672. doi:10.1093/nar/29.19.3910. 
  54. ↑ Panyutin IG, Biswas I, Hsieh P (abril de 1995). "A pivotal role for the structure of the Holliday junction in DNA branch migration". The EMBO Journal 14 (8): 1819–26. PMC 398275. PMID 7737132. doi:10.1002/j.1460-2075.1995.tb07170.x. 
  55. ↑ Fu TJ, Seeman NC (abril de 1993). "DNA double-crossover molecules". Biochemistry 32 (13): 3211–20. PMID 8461289. doi:10.1021/bi00064a003. 
  56. ↑ Watson JD, Crick FH (abril de 1953). "Molecular structure of nucleic acids; a structure for deoxyribose nucleic acid" (PDF). Nature 171 (4356): 737–738. Bibcode:1953Natur.171..737W. PMID 13054692. doi:10.1038/171737a0. 
  57. ↑ Holley, RW, Apgar, J, Everett, GA, Madison, JT, Marguisse, M, Merrill, SH, Penwick, JR, Zamir (marzo de 1965). "Structure of a ribonucleic acid". Science 147 (3664): 1462–5. Bibcode:1965Sci...147.1462H. PMID 14263761. doi:10.1126/science.147.3664.1462. 
  58. ↑ Kim SH, Quigley G, Suddath FL, Rich A (abril de 1971). "High-resolution x-ray diffraction patterns of crystalline transfer RNA that show helical regions". Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 68 (4): 841–5. Bibcode:1971PNAS...68..841K. PMC 389056. PMID 5279525. doi:10.1073/pnas.68.4.841. 
  59. ↑ Shen LX, Cai Z, Tinoco I (agosto de 1995). "RNA structure at high resolution". FASEB J. 9 (11): 1023–33. PMID 7544309. doi:10.1096/fasebj.9.11.7544309. 
  60. ↑ Cech TR, Zaug AJ, Grabowski PJ (decembro de 1981). "In vitro splicing of the ribosomal RNA precursor of Tetrahymena: involvement of a guanosine nucleotide in the excision of the intervening sequence". Cell 27 (3 Pt 2): 487–96. PMID 6101203. doi:10.1016/0092-8674(81)90390-1. 
  61. ↑ Stark BC, Kole R, Bowman EJ, Altman S (agosto de 1978). "Ribonuclease P: an enzyme with an essential RNA component". Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 75 (8): 3717–21. Bibcode:1978PNAS...75.3717S. PMC 392857. PMID 358197. doi:10.1073/pnas.75.8.3717. 
  62. ↑ Prody GA, Bakos JT, Buzayan JM, Schneider IR, Bruening G (marzo de 1986). "Autolytic Processing of Dimeric Plant Virus Satellite RNA". Science 231 (4745): 1577–1580. Bibcode:1986Sci...231.1577P. PMID 17833317. doi:10.1126/science.231.4745.1577. 
  63. ↑ Pley HW, Flaherty KM, McKay DB (novembro de 1994). "Three-dimensional structure of a hammerhead ribozyme". Nature 372 (6501): 68–74. Bibcode:1994Natur.372...68P. PMID 7969422. doi:10.1038/372068a0. 

Véxase tamén editar

Outros artigos editar

Traído desde «https://gl.wikipedia.org/w/index.php?title=Estrutura_terciaria_dos_ácidos_nucleicos&oldid=6575012»