Fitocromo

Os fitocromos son unha clase de fotorreceptores en plantas, bacterias e fungos usados para detectar a luz. Son sensibles á luz na rexión do vermello e vermello distante (=infravermello próximo) do espectro visible e poden ser clasificados como de tipo I, que son activados pola luz do vermello distante, ou de tipo II que son activados pola luz vermella.[2] Avances recentes suxeriron que os fitocromos tamén actúan como sensores de temperatura, xa que as temperaturas máis cálidas potencian a súa desactivación.[3] Todos estes factores contribúen á capacidade das plantas para xerminaren.

Fitocromo
3G6O.pdb.jpg
Estrutura cristalina do fitocromo.[1]
Identificadores
SímboloPhytochrome
PfamPF00360
InterProIPR013515
Especrro de absorción do fitocromo de avea (Devlin, 1969)

Os fitocromos controlan moitos aspectos do desenvolvemento das plantas. Regulan a xerminación de sementes (fotoblastia), a síntese de clorofila, a elongación de plantas de sementeiro, o tamaño, forma, cantidade e movemento das follas e o tempo da floración en plantas adultas. Os fitocromos son amplamente expresados en moitos tecidos e estadios do desenvolvemento.[2]

Outros fotorreceptores de plantas son os criptocromos e as fototropinas, que responden ao azul e á luz ultravioleta A e o UVR8, que é sensible á luz UV B.

EstruturaEditar

Os fitocromos constan dunha proteína, unida covalentemente a un cromóforo bilina sensible á luz.[4] A parte proteica consta de dúas cadeas idénticas (A e B). Cada cadea ten un dominio PAS, un dominio GAF e un dominio PHY. A combinación de dominios en fitocromos coñecidos de plantas, bacterias e fungos é comparable, xa que os tres dominios N-terminais son sempre de tipo PAS, GAF e PHY. Porén os dominios C-terminais son máis diverxentes. O dominio PAS serve como sensor de sinais e o dominio GAF é responsable da unión do GMPc e tamén percibe sinais luminosos. Xuntas, estas subunidades forman a rexión fitocromo da molécula, que regula os cambios fisioloxicos en plantas causados polas condicións de luz vermella ou vermella distante. En plantas, a luz vermella cambia os fitocromos á súa forma bioloxicamene activa, mentres qaue a luz vermella distante cámbiaa á súa forma bioloxicamente inactiva.

Isoformas ou estadosEditar

 
Dúas hipóteses que explican as conversións inducidas pola luz dos fitocromos (PR - forma para luz vermella, PIR - forma para luz vermella distante, B - proteína). Esquerda - disociación de H+.[5] Dereita - formación do anel similar ao da clorofila.[6]

Os fitocromos están caracterizados por unha fotocromicidade vermella/vermella distante. Os pigmentos fotocrómicos cambian a súa "cor" (propiedades de absorbancia espectral) coa absorción de luz. No caso dos fitocromos o estado fundamental é Pr, o subíndice r indica que absorbe a luz vermella (red) de maneira especialmente intensa. O máximo de absorbancia é un pico agudo de 650–670 nm, polo que as concentracións de fitocromo concentardas aparecen de cor azul turquesa ao ollo humano. Pero unha vez que se absorbeu un fotón vermello, o pigmento sofre un rápido cambio conformacional para pasar ao estado Pfr. Aquí, o subíndice fr (far red) indica que agora non se absorbe preferentemente o vermello senón o vermello distante (tamén chamado "infravermello próximo"; 705–740 nm). Este cambio en absorbancia aparece ante o ollo humano como unha cor lixeiramente máis verdosa. Cando Pfr absorbe luz do vermello distante convértese de novo en Pr. Por tanto, a luz vermella crea Pfr e a vermella distante Pr. En plantas polo menos o Pfr é o estado fisioloxicamente activo ou "de sinalización".

Efecto sobre o fototropismoEditar

Os fitocromos tamén teñen a capacidade de percibir a luz e causan o crecemento das plantas cara á luz, o que se chama fototropismo.[7] Janoudi e colaboradores estudaron se os fitocromos eran os responsables de causar o fototropismo por medio dunha serie de experimentos. Atoparon que a luz azul causa que a planta Arabidopsis thaliana mostre pouca resposta fototrópica, pero que a súa curvatura cara á luz aumenta coa adición de luz vermella.[7] Encontraron que a planta tiña cinco fitocromos, e había diversos mutantes nos que os fitocromos non funcionan axeitadamente.[7] Dous deses mutantes foron moi importantes nos seus estudos, o phyA-101 e o phyB-1,[7] que son mutantes para os fitocromos A e B, respectivamente. O fitocromo A con funcionalidade normal causa que haxa sensibilidade á luz vermella e vermella distante, e orixina unha regulación na expresión da curvatura da planta cara á luz.[7] O fitocromo B é máis sensible á luz vermella.[7]

O experimento utilizou a forma de tipo silvestre de Arabidopsis, o phyA-101 (mutante nulo para o fitocromo A) e o phyB-1 (mutante deficiente en fitocromo B).[7] Foron expostos á luz branca, azul e vermella e mediuse a curvatura a diferentes fluencias de luz (enerxía radiante recibida por unha superficie).[7] A conclusión era que o fototropismo debe constar de dúas fases. Determinaron que a resposta de curvatura ocorre a fluencias baixas e a altas (pero non a intermedias).[7] En resumo, concluíron que o fitocromo A controla a curvatura a fluencias de luz baixas, pero non a altas, e o B non é necesario nin para altas nin para baixas, e debía haber outro(s) fitocromo(s) que a controlase(n) a fluencias altas.[7]

Efecto sobre o crecemento das raícesEditar

Os fitocromos poden tamén afectar ao crecemento das raíces. O gravitropismo é o principal tropismo nas raíces. Porén un recente estudo mostrou que o fototropismo tamén ten unha influencia. Informouse recentemente dun fototropismo positvo inducido pola luz vermella nun experimento con Arabidopsis para comprobar onde a planta tiña o maior efecto sobre unha resposta fototrópica positiva. Utilizouse un aparato que permitía que o ápice da raíz estivese a cero graos para que o gravitropismo non fose un factor competidor. Cando a situaron baixo luz vermella, as raíces de Arabidopsis mostraron unha curvatura de 30 a 40 graos. Isto mostrou unha resposta fototrópica positiva á luz vermella na raíz. Tamén determinaron onde a planta recibía a luz. Cubrindo distintas partes da planta probaron que o lugar onde se percibe a luz son as raíces laterais. Despois expuxéronse á luz vermella mutantes para os fitocromos A, B, D e E, e raíces WT. Os mutantes para os fitocromos A ou B quedaron gravemente alterados. Non houbo diferenzas significativas na resposta dos mutantes para D e E comparados co tipo silvestre, o que probaba que os fitocromos A e B son os responsables do fototropismo positivo nas raíces.   

BioquímicaEditar

Quimicamente, o fitocromo consta dun cromóforo, unha soa molécula de bilina que consiste nunha cadea aberta de catro aneis de pirrol unidos covalentemente a un residuo de císteína moi conservado dunha proteína. O que absorbe a luz é o cromóforo e como resultado prodúcese un cambio na conformación da bilina e en consecuencia da proteína unida, que cambia dun estado ou isoforma a outra.

O cromóforo do fitocromo é xeralmente a fitocromobilina, que está estreitamente relacionada coa ficocianobilina (o cromóforo das ficobiliproteínas usadas polas cianobacterias e algas vermellas para capturar a luz na súa fotosíntese) e no pigmento biliar bilirrubina (cuxa estrutura tamén se ve afectada pola exposición á luz, o que se aproveita na fototerapia dos neonatos con ictericia). A raíz "bili" que levan todos estes termos refirese á bile. As bilinas derivan dun anel tetrapirrol pechado do hemo por medio dunha reacción oxidativa catalizada por unha hemo oxixenase para render a característica cadea aberta destas moléculas. A clorofila tamén deriva do hemo. A diferenza das bilinas, o hemo e a clorofila portan un átomo de metal no centro do anel, ferro ou magnesio, respectivamente.[8]

O estado Pfr traspasa un sinal a outros sistemas biolóxicos da célula, como mecanismos responsables da expresión xénica. Aínda que este mecanismo é case seguro un proceso bioquímico, aínda se discute. Sábese que aínda que os fitocromos se sintetizan no citosol e a forma Pr está localizada alí, a foma Pfr, cando se xera pola iluminación, translócase ao núcleo celular. Isto implica que o fitocromo exerce un papel no control da expresión xénica e coñécense moitos xenes que son regulados polo fitocromo, mais o mecanismo exacto aínda non se descubriu. Propúxose que o fitocromo na súa forma Pfr, pode actuar como quinase, e demostrouse que o fitocromo en forma Pfr pode interaccionar directamente con factores de transcrición.[9]

DescubrimentosEditar

O pigmento fitocromo foi descuberto por Sterling Hendricks e Harry Borthwick no USDA-ARS Beltsville Agricultural Research Center de Maryland durante o período entre finais da década de 1940 e inicios da de 1960. Usando un espectrógrafo construído con pezas prestadas ou sobrantes da guerra, descubriron que a luz vermella era moi efectiva para promover a xerminación ou desencadear as respostas de floración. As respostas á luz vermella eran reversibles por exposicón á luz vermella distante, o que indicaba a presenza dun pigmento fotorreversible.

O pigmento fitocromo foi identificado usando un espectrofotómetro en 1959 polo biofísico Warren Butler e o bioquímico Harold Siegelman. Butler foi tamén responsable de poñerlle como nome fitocromo.

En 1983 os laboratorios de Peter Quail e Clark Lagarias imformaron da purificación química da molécula intacta de fitocromo, e en 1985 Howard Hershey and Peter Quail publicaron a primeira secuencia xénica dun fitocromo. En 1989, os traballos de xenética molecular e con anticorpos monoclonais demostraron que existía máis dun tipo de fitocromo; por exemplo, a planta dos chícharos ten polo menos dous fitocromos (entón chamados tipo I, que se encontra predominantemente en plantas de sementeiro que crecen na escuridade, e tipo II, o predominante en plantas verdes). Agora sábese por secuenciación do xenoma que Arabidopsis ten cinco xenes para fitocromos (de PHYA a PHYE) pero que o arroz ten só tres (de PHYA a PHYC). Aínda quen isto probablemente representa a condición presente en varias plantas dicotiledóneas e monocotiledóneas, moitas plantas son poliploides. Por tanto, o millo, por exemplo, ten seis fitocromos (phyA1, phyA2, phyB1, phyB2, phyC1 e phyC2). Aínda que todos estes fitocromos teñen compoñentes proteicos significativamente diferentes, todos usan a fitocromobilina como cromóforo absorbedor de luz. O fitocromo A ou phyA é rapidamente degradado na forma Pfr, en moito maior grao que outros membros da familia. A finais da década de 1980, o Vierstra lab demostrou que phyA é degradado polo sistema da ubiquitina, no que foi a primeira diana natural deste sistema identificada en eucariotas.

En 1996 David Kehoe e Arthur Grossman da Institución Carnegie da Universidade de Stanford identificaron a proteína, na cianobacteria filamentosa Fremyella diplosiphon chamada RcaE, que era similar ao fitocromo das plantas que controlaba unha resposta ao vermello-verde fotorreversible chamada aclimatación cromática, e identificaron un xene no xenoma secuenciado e publicado da cianobacteria Synechocystis que tiña unha estreita semellanza cos dos fitocromos das plantas. Esta foi a primeira evidencia de que os fitocromos existían fóra do reino das plantas. Jon Hughes en Berlin e Clark Lagarias na UC Davis mostraron despois que este xene de Synechocystis realmente codificaba un fitocromo (denominado Cph1), xa que é unha cromoproteína reversible vermello/vermello distante. Probablemente os fitocromos das plantas derivan dun fitocromo ancestral das cianobacterias, quizais por migración xénica desde o cloroplasto ao núcleo. Seguidamente, atopáronse fitocromos noutros procariotas, como Deinococcus radiodurans e Agrobacterium tumefaciens. En Deinococcus o fitocromo regula a produción de pigmentos protectores da luz, mentres que en Synechocystis e Agrobacterium a función biolóxica destes pigmentos é aínda descoñecida.

En 2005 os Vierstra and Forest labs da Universidade de Wisconsin publicaron a estrutura tridimensional dun fitocromo truncado de Deinococcus (os dominios PAS/GAF). Este artigo revelou que a cadea proteica forma un nó (unha estrutura moi pouco habitual nunha proteína). En 2008, dous grupos en Alemaña e Yang e Moffat en EUA publicaron as estruturas tridimensionais do dominio fotosensor completo. Unha das estruturas era do fitocromo de Synechocystis sp. (cepa PCC 6803) en estado Pr e a outra do fitocromo de Pseudomonas aeruginosa en estado Pfr. As estruturas mostraban que unha parte conservada do dominio PHY, a denominada lingua PHY, adopta diferentes pregamentos. En 2014 Takala et al confirmaron que o distinto pregamento ocorre incluso no mesmo fitocromo (en Deinococcus) en función das condicións de iluminación.[10][11]

Enxeñaría xenéticaEditar

En 1989 varios laboratorios produciron con éxito plantas transxénicas que producían cantidades elevadas de diferentes fitocromos (sobreexpresión). En todos os casos as plantas resultantes tiñan talos curtos e follas verdes escuras. Harry Smith e colaboradores na Universidade de Leicester, Inglatera, mostraron que ao incrementar o nivel de expresión de fitocromo A (que responde á luz vermella distante), poden alterarse as respostas de evitación da sombra.[12] Como resultado, as plantas poden gastar menos enerxía en crecer o máis altas posibles e teñen máis recursos para formar sementes e expandir os seus sistemas de raíces. Isto podería ter outros beneficios prácticos; por exemplo, se as follas de herba crecesen máis lentamente que o normal non necesitarían ser cortadas tan frecuentemente nos céspedes, ou as plantas agrícolas poderían transferir máis enerxía aos grans en vez de creceren tan altas, o que melloraría as colleitas.

NotasEditar

  1. PDB 3G6O; Yang X, Kuk J, Moffat K (2009). "Crystal structure of P. aeruginosa bacteriaphytochrome PaBphP photosensory core domain mutant Q188L". Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106 (37): 15639–15644. PMC 2747172. PMID 19720999. doi:10.1073/pnas.0902178106. 
  2. 2,0 2,1 Li J, Li G, Wang H, Wang Deng X (2011). "Phytochrome signaling mechanisms". The Arabidopsis Book 9: e0148. PMC 3268501. PMID 22303272. doi:10.1199/tab.0148. 
  3. Halliday, Karen J.; Davis, Seth J. (2016). "Light-sensing phytochromes feel the heat" (PDF). Science 354 (6314): 832–833. PMID 27856866. doi:10.1126/science.aaj1918. 
  4. Sharrock R. A. (2008). The phytochrome red/far-red photoreceptor superfamily. Genome biology, 9(8), 230. doi:10.1186/gb-2008-9-8-230 PMC 2575506
  5. Britz SJ, Galston AW (Feb 1983). "Physiology of Movements in the Stems of Seedling Pisum sativum L. cv Alaska : III. Phototropism in Relation to Gravitropism, Nutation, and Growth". Plant Physiol 71 (2): 313–318. PMC 1066031. PMID 16662824. doi:10.1104/pp.71.2.313. 
  6. Walker TS, Bailey JL (Apr 1968). "Two spectrally different forms of the phytochrome chromophore extracted from etiolated oat seedlings". Biochem J 107 (4): 603–605. PMC 1198706. PMID 5660640. doi:10.1042/bj1070603. 
  7. 7,0 7,1 7,2 7,3 7,4 7,5 7,6 7,7 7,8 7,9 Abdul-kader, Janoudi (1977). "Multiple Phytochromes are Involved in Red-Light-Induced Enhancement of First-Positive Phototropism in Arabidopsis thaliana" (PDF). www.plantphysiol.org. 
  8. Mauseth, James D. (2003). Botany : An Introduction to Plant Biology (3rd ed.). Sudbury, MA: Jones and Bartlett Learning. pp. 422–427. ISBN 978-0-7637-2134-3. 
  9. Shin, Ah-Young; Han, Yun-Jeong; Baek, Ayoung; Ahn, Taeho; Kim, Soo Young; Nguyen, Thai Son; Son, Minky; Lee, Keun Woo; Shen, Yu (2016-05-13). "Evidence that phytochrome functions as a protein kinase in plant light signalling". Nature Communications 7 (1). ISSN 2041-1723. PMC 4869175. PMID 27173885. doi:10.1038/ncomms11545. 
  10. * Lia H, Zhangb J, Vierstra RD, Lia H (2010). "Quaternary organization of a phytochrome dimer as revealed by cryoelectron microscopy". PNAS 107 (24): 10872–10877. PMC 2890762. PMID 20534495. doi:10.1073/pnas.1001908107. 
  11. Linda C Sage. A pigment of the imagination: a history of phytochrome research. Academic Press 1992. ISBN 0-12-614445-1
  12. Robson, P. R. H., McCormac, A. C., Irvine, A. S. & Smith, H. Genetic engineering of harvest index in tobacco through overexpression of a phytochrome gene. Nature Biotechnol. 14, 995–998 (1996).

Véxase taménEditar

BibliografíaEditar