Célula ganglionar da retina

As células ganglionares da retina ou simplemente células ganglionares, son un tipo de neuronas que se encontran preto da superficie interna da retina do ollo humano, na chamada capa de células ganglionares, e noutros animais. Reciben información visual procedente dos fotorreceptores por medio de dous tipos de neuronas intermediarias: células bipolares da retina e células amácrinas. As células amácrinas da retina, que son células de campo especialmente estreito, son importantes para crear subunidades funcionais dentro da capa de células ganglionares e ao facelo as células ganglionares poden detectar un pequeno punto movéndose a gran distancia.[1] As células ganglionares en conxunto transmiten información visual formadora de imaxes e non formadora de imaxes desde a retina en forma de potenciais de acción a varias rexións do tálamo, hipotálamo e mesencéfalo ou cerebro medio.

Diagrama dunha sección transversal das capas da retina. Na capa ganglionar encóntranse as células ganglionares.

As células ganglionares varían significativamente en tamaño, conexións e respostas á estimulación visual, pero todas comparten a propiedade definitoria de teren un axón longo que se estende ata o cerebro. Estes axóns forman o nervio óptico, o quiasma óptico e o tracto óptico.

Unha pequena porcentaxe das células ganglionares contribúen pouco ou nada á visión, pero son elas mesmas fotosensibles, polo que se chaman células ganglionares fotosensibles. Os seus axóns forman o tracto retinohipotalámico e contribúen a establecer os ritmos circadianos e o reflexo pupilar á luz, que fai variar o tamaño da pupila.

Os seis tipos de neuronas da retina son: células bipolares, células ganglionares, células horizontais, células amácrinas, bastóns e conos.

FunciónEditar

Na retina humana hai uns 0,7 a 1,5 millóns de células ganglionares.[2] Como hai uns 4,6 millóns de conos e 92 millóns de bastóns, que suman 96,6 millóns de fotorreceptores en cada retina,[3] como media cada célula ganglionar recibe impulsos de aproximadamente 100 bastóns e conos. Porén, estas cifras varían moito entre individuos e en función da localización na retina. Na fóvea (no centro da retina), unha soa célula ganglionar está comunicada tan só con cinco fotorreceptores. Nas zonas máis periféricas da retina, unha célula ganglionar recibe información de moitos centos de fotorreceptores.[Cómpre referencia]

As células ganglionares disparan espontaneamente potenciais de acción cunha frecuencia basal mentres están en repouso. A excitación das células ganglionares ten como resultado un incremento da taxa de disparo, mentres que a súa inhibición orixina unha diminución da taxa de disparos.

 
Imaxe con falsa cor dunha preparación de retina de rata vista con microscopio de fluorescencia a un aumento de 50x. O nervio óptico foi inxectado cun fluoróforo, causando a fluorescencia das células ganglionares.

TiposEditar

Hai unha gran variedade de tipos de células ganglionares entre as especies. Nos primates, incluídos os humanos, hai xeralmente células glandulares de tres clases:

  • Células ganglionares W. Son un 40% do total, cun ancho campo na retina, excitadas polos bastóns, detectan o movemento direccional en calquera parte do campo.
  • Células ganglionares X. Teñen un diámetro medio, son o 55% do total, campo pequeno, visión das cores. Resposta sostida.
  • Células ganglionares Y. As máis grandes, son o 5%, campo dendrítico moi ancho, responden aos movementos oculares rápidos ou a cambios rápidos na intensidade da luz. Respostas transitorias.

Baseándose nas súas proxeccións e funcións, hai polo menos cinco clases de células glanglionares, que son:

Tipo PEditar

As células ganglionares da retina de tipo P proxéctanse ás capas parvocelulares do núcleo xeniculado lateral. Estas células coñécense como células ganglionares ananas, con árbores dendríticas e corpos celulares pequenos. Un 80% de todas as células ganglionares da retina son células ananas da vía parvocelular. Reciben impulsos de relativamente poucos bastóns e conos. Presentan unha velocidade de condución lenta e responden aos cambios en cor, pero só responden debilmente aos cambios de contraste a non ser que o cambio sexa grande (Kandel et al., 2000). Teñen campos receptivos centro-arredores simples, onde o centro pode estar en ON ou OFF, mentres que os arredores están no oposto.

Tipo MEditar

As células ganglionares de tipo M proxéctanse ás capas magnocelulares do núcleo xeniculado lateral. Estas células coñécense como células ganglionares parasol, con árbores dendríticas e corpos celulares de gran tamaño. Un 10% de todas as células glandulares da retina son células parasol e estas células forman parte da vía magnocelular. Reciben impulsos de relativamente poucos bastóns e conos. Teñen velocidades de condución rápidas e poden responder a estímulos de baixo contraste, pero non son moi sensibles aos cambios de cor (Kandel et al., 2000). Teñen campos receptivos moito máis grandes que, non obstante, son tamén de tipo centro-arredores.

Tipo KEditar

As células ganglionares de tipo K proxéctanse ás capas coniocelulares do núcleo xeniculado lateral. As células ganglionares de tipo K identificáronse recentemente. Coniocelular significa que son "células tan pequenas como o po"; o seu pequeno tamaño fai que sexan difíciles de atopar. Un 10% de todas as células ganglionares son células biestratificadas, e estas células seguen a vía coniocelular. Reciben impulsos dunha cantidade intermedia de bastóns e conos. Poden estar implicadas na visión das cores. Teñen campos receptivos moi grandes que teñen centros (non aredores) e están sempre en ON para os conos azuis e en OFF para os conos vermellos e verdes.

Célula ganglionar fotosensibleEditar

As células ganglionares fotosensibles, incluíndo pero non limitadas ás células ganglionares da retina xigantes, conteñen o seu propio fotopigmento, a melanopsina, que as fai responder directamente á luz mesmo en ausencia de bastóns e conos. Proxéctanse, entre outras áreas, ao nucleo supraquiasmático por medio do tracto retinohipotalámico para estableceren e manteren os ritmos circadianos. Outras células ganglionares da retina proxéctanse ao núcleo xeniculado lateral, incluíndo células que fan conexións co núcleo de Edinger-Westphal, para o control do reflexo pupilar á luz, e células ganglionaes da retina xigantes.

FisioloxíaEditar

A maioría das células ganglionares maduras poden disparar potenciais de acción a unha alta frecuencia debido á súa expresión de canles de potasio Kv3.[5][6][7]

Bioloxia do desenvolvementoEditar

Máis abaixo hai un breve resumo da bioloxía do desenvolvemento destas células. Para unha fonte de referencia, pódese consultar os artigos "Connecting the Retina to the Brain" de Erskine et al.[8] e "Retinal Axon Growth at the Optic Chiasm" de Petros TJ et al.[9] A maioría da información que se salienta máis abaixo procede desas dúas excelentes análises.

Crecemento da retina: o comezoEditar

As células ganglionares da retina aparecen o día 11 do desenvolvemento embrionario (E11) e no día postnatal cero (PN0) no rato, e entre as semanas 5 e 18 in utero no desevolvemento humano.[10] En mamíferos estas células engádense normalmente ao principio no aspecto dorsal-central da copa óptica, que está localizada no centro do ollo. Despois, o crecemento das células fai un varrido ventral e perifericamente desde alí, nun padrón semellante a unha onda.[11] Este proceso depende de factores do hóspede, que van desde factores de sinalización como FGF3 e FGF8 á inhibición da vía de sinalización de Notch. Moi importante é que o factor de transcrición Atoh7, que contén o dominio bHLH (hélice básica-bucle-hélice) e os seus efectores de augas abaixo, como Brn3b e Isl-1, funcionan promovendo a supervivencia das células ganglionares e a súa diferenciación.[8] A "onda de diferenciación" que impulsa o desenvolvemento das células ganglionares a través da retina está tamén regulada, especialmente polos factores con bHLH Neurog2 e Ascl1 e a sinaliación de FGF/Shh, derivados da periferia.[8][11][12]

Crecemento dentro da capa (de fibras ópticas) de células ganglionaresEditar

As células ganglionares da retina proxenitoras iniciais normalmente estenden prolongacións que conectan coas membranas limitantes externa e interna da retina coa capa externa adxacente ao epitelio pigmentario da retina e coa interna situada a carón do futuro humor vítreo. O soma celular achégase ao epitelio pigmentario, sofre unha división celular terminal e diferenciación e despois migra cara atrás en dirección á membrana limitante interna nun proceso chamado translocación somal. A cinética da translocación somal das células ganglionares da retina e os mecanismos subxacentes coñécense mellor no peixe cebra.[13] As células ganglionares estenden un axón na capa ganglionar da retina, que é dirixido polo contacto con lamininas.[14] A retracción do proceso apical da célula ganglionar está mediado probablemente pola sinalización da vía Slit-Robo.[8]

As células ganglionares crecen ao longo do pé terminal glial situado na superficie vítrea interna (lado máis próximo ao futuro humor vítreo). A molécula de adhesión celular neural (N-CAM) é a mediadora desta adhesión por medio de interaccións homofílicas (N-CAM únese só ao mesmo tipo de N-CAM: A con A, B con B; nunca A con B). A sinalización de Slit tamén xoga un papel, impedindo que as células ganglionares crezan en capas que están alén da capa de fibras ópticas.[15]

Os axóns das células ganglionares crecen e esténdense cara ao disco óptico, por onde saen do ollo. Unha vez diferenciadas, están beireadas por unha rexión periférica inhibitoria e unha rexión central atractora, o que promove o alongamento do axón cara ao disco óptico. Hai proteoglicanos de condroitín sulfato (CSPGs) ao longo do neuroepitelio retiniano (superficie sobre a cal se apoian as células ganglionares) nun gradiente periférico alto-central baixo.[8] Slit tamén se expresa nun padrón similar, segregado polas células no cristalino.[15] As moléculas de adhesión, como N-CAM e L1, promoven o crecemento centralmente e tamén axudan a formar axeitadamente os feixes dos axóns das células ganglionares. Shh expéresase nun gradiente central alto e periférico baixo, promovendo unha proxección central da extensión dos axóns das células ganglionares vía Patched-1, o receptor principal da sinalización mediada por Shh.[16]

Crecemento en e a través do nervio ópticoEditar

As células ganglionares saen da capa ganglionar da retina a través do disco óptico, para o cal cómpre que realicen un xiro de 45°.[8] Isto require interaccións complexas coas células gliais do disco óptico, que expresan gradientes locais de Netrina-1, un morfóxeno que interacciona co receptor DCC (Deleted in Colorectal Cancer) en conos de crecemento dos axóns das células ganglionares. Este morfóxeno atrae inicialmente os axóns das células ganglionares, pero despois, por medio dun cambio interno no cono de crecemento das células ganglionares, a Netina-1 convértese en repulsiva, empurrando o axón a saír fóra do disco óptico.[17] Isto está mediado por un mecanismo dependente do AMPc. Ademais, poden estar tamén implicadas as CSPGs e a sinalización de Eph/Ephrin.

As células ganglionares crecen ao longo dos pés terminais gliais no nervio óptico. Esta glía segrega as repulsivas Semaforina 5a e Slit nos arredores, cubrindo o nervio óptico, o que asegura que as fibras permanezan no nervio óptico. Vax1, un factor de tanscrición expresado polo diencéfalo ventral e as células gliais na rexión na que se forma o quiasma, pode tamén ser segregado para controlar a formación do quiasma.[18]

Crecemento no quiasma ópticoEditar

Cando as células ganglionares se aproximan ao quiasma óptico (o punto no que se xuntan os dous nervios ópticos), no diencéfalo ventral nos días E10-E11 no rato, teñen que tomar a decisión de decusar ao tracto óptico contralateral (do lado oposto) ou permanecer no tracto óptico ipsilateral (do mesmo lado). No rato, aproximadamente o 5% das células ganglionares, principalmente as que veñen da rexión do crecente temporal ventral da retina, permanecen como ipsilaterais, mentres que o restante 95% das células ganglionares cruzan ao outro lado.[8] Isto está en gran medida controlado polo grao de solapamento binocular entre os dous campos de visión dos ollos. Os ratos non teñen un solapamento significativo, mentres que os humanos si, e neles aproximadamente o 50% das células ganglionares cruzan e o outro 50% permanece ipsilateral.

Construción do perfil repulsivo do quiasmaEditar

Unha vez que as células ganglionares chegan ao quiasma, as células gliais que as sosteñen cambian dunha morfoloxía intrafascicular a outra radial. Un grupo de células diencefálicas que expresan na súa superficie celular o antíxeno SSEA-1 (stage-specific embryonic antigen, antíxeno embrional específico de estadio) e CD44 toman unha forma de V invertido.[19] Estas células establecerán o aspecto posterior do bordo do quiasma óptico. Ademais, a sinalización de Slit é importante aquí: Os proteoglicanos de heparán sulfato (HSPGs), que son proteínas da matriz extracelular, ancoran o morfóxeno Slit en puntos específicos do bordo do quiasma posterior.[20] As células ganglionares empezan a expresar Robo, que é o receptor para Slit, neste punto e así facilitan a repulsión.

Células ganglionares que se proxectan contralateralmenteEditar

Os axóns das células ganglionares que viaxan ao tracto óptico contralateral deben cruzar (decusación) ao outro lado. Shh exerce un papel nisto. Exprésase ao longo da liña media no diencéfalo ventral, proporcionando un sinal repulsivo para impedir que as células gsnglionares crucen a liña media ectopicamente. Porén, neste gradiente xérase un burato, o que permite que as células ganglionares decusen. Aínda se investiga activamente para intentar comprender o mecanismo utilizado para esta obliteración illada.

Entre as moléculas que son mediadoras nesta atracción está NrCAM, que a expresan as células ganglionares en crecemento e a glía da liña media e actúa xunto con Sema6D, por medio da vía do receptor de Plexina-A1.[8] VEGF-A é liberada da liña mediae dirixe as células ganglionares para que tomen a ruta contralateral, mediado polo receptor de Neuropilina-1 (NRP1).[21] O AMPc parece ser moi importante na regulación da produción da proteína NRP1, regulando así a resposta dos conos de crecemento ao gradiente de VEGF-A no quiasma.[22]

Células ganglionares que se proxectan ipsilateralmenteEditar

Os únicos compoñentes en ratos que se proxectan ipsilateralmente (ao mesmo lado onde están) son as células ganglionares da retina do crecente temporal ventral da retina, e só porque expresan o factor de transcrición Zic2. O Zic2 promove a expresión do receptor de tirosina quinase EphB1, que, por medio dunha sinalización (ver Xu et al.[23]) se une ao ligando Ephrin B2 expresado pola glía da liña media e é repelido para afastarse do quiasma. Algunhas células ganglionares do crecente temporal ventral proxéctanse contralateralmente porque expresan o factor de transcrición Islet-2, que é un regulador negativo da produción de Zic2.[24]

Shh xoga tamén un papel clave en manter os axóns das células ganglionares en situación ipsilateral. Shh é expresado polas células ganglionares que se proxectan contralateralmente e as células gliais da liña media. Boc ou Brother of CDO, irmán de CDO (CAM-related/downregulated by oncogenes, relacionado con CAM/regulado á baixa por oncoxenes), que é un correceptor para Shh que inflúe na sinalizacion de Shh a través de Ptch1,[25]parece ser un mediador nesta repulsión, xa que está só nos conos de crecemento que proceden das células ganglionares que se proxectan ipsilateralmente.[16]

Outros factores que inflúen no crecemento ipsilateral das células ganglionares son os da familia da Teneurina, que son proteínas de adhesión transmembrana que usan interaccións homofílicas para controlar a guía, e Nogo, que se expresa na glía radial da liña media.[26][27] O receptor de Nogo só se expresa nas células ganglionares da crista temporal ventral. Porén, o papel de Nogo na sinalización no quiasma aínda está en activo estudo.[8] Finalmente, outros factores de transcrición parecen xogar un papel significativo xerando alteracións. Por exemplo, Foxg1, tamén chamado Brain Factor 1, e Foxd1, tamén chamado Brain Factor 2, son factores de transcrición de hélice alada que se expresan nas copas ópticas temporais e nasais e as vesículas ópticas empezan a evaxinarse do tubo neural. Estes factores tamén se expresan no deiencéfalo ventral, e Foxd1 é expresado preto do quiasma, mentres que Foxg1 exprésase máis rostralmente. Parecen desempeñar un papel en definir a proxección ipsilateral ao alteraren a expresión de Zic2 e a produción do receptor de EphB1.[8][28]

Crecemento no tracto ópticoEditar

Unha vez fóra do quiasma óptico, as células ganglionares esténdense dorsocaudalmente ao longo da superficie diencefálica ventral orixinando o tracto óptico, que as guiará ao colículo superior e núcleo xeniculado lateral nos mamíferos, ou ao tectum en vertebradlos inferiores.[8] Sema3d parece promover o crecemento, polo menos no tracto proximal, e os rearranxos do citoesqueleto a nivel do cono de crecemento parecen ser significativos.[29]

MielinazaciónEditar

Na maioría dos mamíferos os axóns das células ganglionares non están mielinizados dentro da retina. Porén, as partes dos axóns que están alén da retina si están mielinizados. Este padrón de mielinización explícase funcionalmente pola opacidade relativamene alta dos axóns mielinizados con mielina que pasan pola retina, que absorberían algo de luz antes de que esta alcanzase a capa fotorreceptora, reducindo a calidade de visión. Nalgunhas enfermidades humanas oculares isto realmente ocorre. Nalgúns vertebrados, por exemplo o polo, os axóns das células ganglionares si están mielinizados dentro da retina.[30]

NotasEditar

  1. Masland RH (January 2012). "The tasks of amacrine cells". Visual Neuroscience 29 (1): 3–9. PMC 3652807. PMID 22416289. doi:10.1017/s0952523811000344. 
  2. Watson AB (June 2014). "A formula for human retinal ganglion cell receptive field density as a function of visual field location" (PDF). Journal of Vision 14 (7): 15. PMID 24982468. doi:10.1167/14.7.15. 
  3. Curcio CA, Sloan KR, Kalina RE, Hendrickson AE (February 1990). "Human photoreceptor topography" (PDF). The Journal of Comparative Neurology 292 (4): 497–523. PMID 2324310. doi:10.1002/cne.902920402. 
  4. Principles of Neural Science 4th Ed. Kandel et al.
  5. "Ionic conductances underlying excitability in tonically firing retinal ganglion cells of adult rat". 
  6. Henne J, Pöttering S, Jeserich G (December 2000). "Voltage-gated potassium channels in retinal ganglion cells of trout: a combined biophysical, pharmacological, and single-cell RT-PCR approach". Journal of Neuroscience Research 62 (5): 629–37. PMID 11104501. doi:10.1002/1097-4547(20001201)62:5<629::AID-JNR2>3.0.CO;2-X. 
  7. Henne J, Jeserich G (January 2004). "Maturation of spiking activity in trout retinal ganglion cells coincides with upregulation of Kv3.1- and BK-related potassium channels". Journal of Neuroscience Research 75 (1): 44–54. PMID 14689447. doi:10.1002/jnr.10830. 
  8. 8,00 8,01 8,02 8,03 8,04 8,05 8,06 8,07 8,08 8,09 8,10 Erskine L, Herrera E (2014-01-01). "Connecting the retina to the brain". ASN Neuro 6 (6): 175909141456210. PMC 4720220. PMID 25504540. doi:10.1177/1759091414562107. 
  9. Petros TJ, Rebsam A, Mason CA (2008-01-01). "Retinal axon growth at the optic chiasm: to cross or not to cross". Annual Review of Neuroscience 31: 295–315. PMID 18558857. doi:10.1146/annurev.neuro.31.060407.125609. 
  10. Pacal M, Bremner R (May 2014). "Induction of the ganglion cell differentiation program in human retinal progenitors before cell cycle exit". Developmental Dynamics 243 (5): 712–29. PMID 24339342. doi:10.1002/dvdy.24103. 
  11. 11,0 11,1 Hufnagel RB, Le TT, Riesenberg AL, Brown NL (April 2010). "Neurog2 controls the leading edge of neurogenesis in the mammalian retina". Developmental Biology 340 (2): 490–503. PMC 2854206. PMID 20144606. doi:10.1016/j.ydbio.2010.02.002. 
  12. Lo Giudice Q, Leleu M, La Manno G, Fabre PJ (September 2019). "Single-cell transcriptional logic of cell-fate specification and axon guidance in early-born retinal neurons". Development 146 (17): dev178103. PMID 31399471. doi:10.1242/dev.178103. 
  13. Icha J, Kunath C, Rocha-Martins M, Norden C (October 2016). "Independent modes of ganglion cell translocation ensure correct lamination of the zebrafish retina". The Journal of Cell Biology 215 (2): 259–275. PMC 5084647. PMID 27810916. doi:10.1083/jcb.201604095. 
  14. Randlett O, Poggi L, Zolessi FR, Harris WA (April 2011). "The oriented emergence of axons from retinal ganglion cells is directed by laminin contact in vivo". Neuron (en English) 70 (2): 266–80. PMC 3087191. PMID 21521613. doi:10.1016/j.neuron.2011.03.013. 
  15. 15,0 15,1 Thompson H, Andrews W, Parnavelas JG, Erskine L (November 2009). "Robo2 is required for Slit-mediated intraretinal axon guidance". Developmental Biology 335 (2): 418–26. PMC 2814049. PMID 19782674. doi:10.1016/j.ydbio.2009.09.034. 
  16. 16,0 16,1 Sánchez-Camacho C, Bovolenta P (November 2008). "Autonomous and non-autonomous Shh signalling mediate the in vivo growth and guidance of mouse retinal ganglion cell axons". Development 135 (21): 3531–41. PMID 18832395. doi:10.1242/dev.023663. 
  17. Höpker VH, Shewan D, Tessier-Lavigne M, Poo M, Holt C (September 1999). "Growth-cone attraction to netrin-1 is converted to repulsion by laminin-1". Nature 401 (6748): 69–73. Bibcode:1999Natur.401...69H. PMID 10485706. doi:10.1038/43441. 
  18. Kim N, Min KW, Kang KH, Lee EJ, Kim HT, Moon K, et al. (September 2014). "Regulation of retinal axon growth by secreted Vax1 homeodomain protein". eLife 3: e02671. PMC 4178304. PMID 25201875. doi:10.7554/eLife.02671. Consultado o 2016-03-07. 
  19. Sretavan DW, Feng L, Puré E, Reichardt LF (May 1994). "Embryonic neurons of the developing optic chiasm express L1 and CD44, cell surface molecules with opposing effects on retinal axon growth". Neuron 12 (5): 957–75. PMC 2711898. PMID 7514428. doi:10.1016/0896-6273(94)90307-7. 
  20. Wright KM, Lyon KA, Leung H, Leahy DJ, Ma L, Ginty DD (December 2012). "Dystroglycan organizes axon guidance cue localization and axonal pathfinding". Neuron 76 (5): 931–44. PMC 3526105. PMID 23217742. doi:10.1016/j.neuron.2012.10.009. 
  21. Erskine L, Reijntjes S, Pratt T, Denti L, Schwarz Q, Vieira JM, et al. (June 2011). "VEGF signaling through neuropilin 1 guides commissural axon crossing at the optic chiasm". Neuron 70 (5): 951–65. PMC 3114076. PMID 21658587. doi:10.1016/j.neuron.2011.02.052. 
  22. Dell AL, Fried-Cassorla E, Xu H, Raper JA (July 2013). "cAMP-induced expression of neuropilin1 promotes retinal axon crossing in the zebrafish optic chiasm". The Journal of Neuroscience 33 (27): 11076–88. PMC 3719991. PMID 23825413. doi:10.1523/JNEUROSCI.0197-13.2013. 
  23. Xu NJ, Henkemeyer M (February 2012). "Ephrin reverse signaling in axon guidance and synaptogenesis". Seminars in Cell & Developmental Biology 23 (1): 58–64. PMC 3288821. PMID 22044884. doi:10.1016/j.semcdb.2011.10.024. 
  24. Pak W, Hindges R, Lim YS, Pfaff SL, O'Leary DD (November 2004). "Magnitude of binocular vision controlled by islet-2 repression of a genetic program that specifies laterality of retinal axon pathfinding". Cell 119 (4): 567–78. PMID 15537545. doi:10.1016/j.cell.2004.10.026. 
  25. Allen BL, Song JY, Izzi L, Althaus IW, Kang JS, Charron F, et al. (June 2011). "Overlapping roles and collective requirement for the coreceptors GAS1, CDO, and BOC in SHH pathway function". Developmental Cell (en English) 20 (6): 775–87. PMC 3121104. PMID 21664576. doi:10.1016/j.devcel.2011.04.018. 
  26. Wang J, Chan CK, Taylor JS, Chan SO (June 2008). "Localization of Nogo and its receptor in the optic pathway of mouse embryos". Journal of Neuroscience Research 86 (8): 1721–33. PMID 18214994. doi:10.1002/jnr.21626. 
  27. Kenzelmann D, Chiquet-Ehrismann R, Leachman NT, Tucker RP (March 2008). "Teneurin-1 is expressed in interconnected regions of the developing brain and is processed in vivo". BMC Developmental Biology 8: 30. PMC 2289808. PMID 18366734. doi:10.1186/1471-213X-8-30. 
  28. Herrera E, Marcus R, Li S, Williams SE, Erskine L, Lai E, Mason C (November 2004). "Foxd1 is required for proper formation of the optic chiasm". Development 131 (22): 5727–39. PMID 15509772. doi:10.1242/dev.01431. 
  29. Sakai JA, Halloran MC (March 2006). "Semaphorin 3d guides laterality of retinal ganglion cell projections in zebrafish". Development 133 (6): 1035–44. PMID 16467361. doi:10.1242/dev.02272. 
  30. Villegas GM (July 1960). "Electron microscopic study of the vertebrate retina". The Journal of General Physiology. 43(6)Suppl (6): 15–43. PMC 2195075. PMID 13842313. doi:10.1085/jgp.43.6.15. 

Véxase taménEditar

Outros artigosEditar

Ligazóns externasEditar