Wikipedia

Células MDCK

(Redirección desde «MDCK»)

As células MDCK (do inglés Madin-Darby Canine Kidney ou células de ril canino Madin-Darby) son unha liña celular modelo de mamífero usada en investigación biomédica. As células MDCK son utilizadas para unha ampla variedade de estudos de bioloxía celular, como os de polaridade celular, adhesións célula-célula (denominadas unións adherentes), mobilidade celular colectiva, e respostas a factores de crecemento. É un dos poucos modelos de cultivo celular que é axeitado para o cultivo celular en 3D e os rearranxos celulares coñecidos como morfoxénese ramificante.[1]

Colonias típicas formadas por células MDCK cultivadas no típico formato bidimensional sobre plástico. As células crecen formando colonias tan apertadas grazas ás súas unións intercelulares, unha característica das células de orixe epitelial.

Historia editar

Despois do seu illamento inicial en 1958 a partir de células epiteliais de túbulo renal dun can Cocker Spaniel feita por S. H. Madin e N. B. Darby,[2] a liña celular que leva os seus nomes foi empregada principalmente como modelo de infección viral de células de mamífero.[3][4] De feito, eles elixiran illar as células de túbulo renal tendo en mente precisamente que se usarían para ese obxectivo, xa que previamente tiveran éxito estudando a infección viral de células derivadas de túbulos renais doutros mamíferos.[5] Así, o propósito inicial para illar e cultivar células deste tecido non era xerar un novo sistema modelo para estudar a bioloxía das células epiteliais. Houbo que agardar ao ano 1970 ata que un laboratorio, o de Zbynek Brada, publicou un traballo describindo as células MDCK como unha liña celular representativa que levaba as características distintivas das células epiteliais de túbulo renal.[6] Esta conclusión estaba baseada nas actividades de transporte de fluídos de monocapas formadas por células MDCK, a presenza de microvilosidades na súa superficie apical, e a súa capacidade de autoorganizarse en esferas ocas cando crecen tridimensionalmente. No seu informe, os autores especularon con que a "expresión histiotípica" pola cal as células MDCK formaron estruturas que lembraban o seu tecido de orixe podería ser aplicada frutuosamente ao estudo doutros tecidos. As décadas seguintes probaron que así era, aínda que o repertorio para estudar a organización e comportamento de células nos tecidos se ampliou considerablemente.[7]

Durante a década de 1970, atopáronse novos usos para a liña celular MDCK como modelo de tecido epiteliail de mamífero. En 1982 Mina Bissell e colegas mostraron que as monocapas MDCK respondían á adición dun revestimento de coláxeno (denominado "cultivo en sandwich") proliferando e formando túbulos ocos.[8] Isto deu a entender por primeira vez que a liña celular respondería a ambientes en 3D autoorganizando unha estrutura 3D apropiada que lembrase a dos túbulos renais. Nos anos que seguiron, demostrouse que o cultivo de células MDCK incrustadas completamente en coláxeno orixinaba esferas ocas ou acinos.[9] Estas eran simples monocapas epiteliais cunhas partes definidas exterior e interior. Porén, o feito de que as células MDCK non formasen túbulos nesas condicións seguiu sen ter explicación ata máis tarde.

Durante o mesmo período na década de 1980, os biólogos que estudaron a motilidade celular atopáronse cun comportamento interesante e reproducible das células en cultivo: a resposta de espallamento ou dispersión. As células epiteliais en cultivo crecen normalmente en grupos apertados. Porén, podía inducirse a rotura dos contactos célula-célula e as células facíanse alongadas e móbiles despois da exposición a un "factor de espallamento ou dispersión" que era segregado por células mesenquimáticas como os fibroblastos Swiss 3T3.[10] Isto descrito mellor polo grupo de Julia Gray en 1987.[11] Durante o mesmo período a mediados de 1980, o grupo de Walter Birchmeier informou do uso dun anticorpo monoclonal para distorsionar os contactos célula-célula e alterar o a polaridade anterior-posterior de células en cultivo.[12][13] A diana deste anticorpo foi despois identificada como un compoñente das unións intercelulares, a E-cadherina.[14] Estas observacións dispares finalmente callaron nun paradigma firme para a modalidade celular e polaridade celular. As células epiteliais son tipicamente inmóbiles, pero poden volverse móbiles ao inhibírense as unións intercelulares ou pola adición de factores de crecemento que inducen a dispersión das células.[15] Ambos son reversibles e ambos están implicados na rotura das unións intercelulares.

En 1991, a resposta dos acinos MDCK en cultivos tridimensionais ao factor de espallamento foi primeiramente publicada por Lelio Orci e colegas.[16] Cultivaron acinos de células MDCK en xeles de coláxeno con ou sen fibroblastos Swiss 3T3, en cuxos medios podían intercambiarse pero os tipos celulares non estaban en contacto directo. Esta estratexia de cultivo celular, denominada cocultivo, inducía os acinos MDCK a sufrir unha morfoxénese ramificante, na cal as células se rearranxaban formando unha rede de túbulos interconectados que lembraban o desenvolvemento de moitos tecidos.[17] No mesmo ano, descubriuse que o "factor de espallamento" era unha proteína descrita previamente segregada polos fibroblastos, o factor de crecemento de hepatocitos (HGF).[18] Este traballo resolveu un importante enigma dos cultivos MDCK, xa que o tecido a partir do cal se derivaron estas células é tubular, porén desenvolvéranse previamente só dando lugar a acinos esféricos en cultivos 3D. Ademais deste paradoxo inmediato, creouse unha conexión esencial entre a indución aguda da mobilidade celular en cultivos 2D polo "factor de espallamento" e o seu impacto sobre a organización espacial adoptada en tecidos en 3D. Esta conexión segue sendo significativa como ligazón entre mecanismos definidos con precisión da mobilidade celular en 2D e o complexo rearranxo en 3D, cuxa regulación aínda non se coñece ben.

Morfoxénese ramificante editar

 
Morfoxénese ramificante despois de 2 días de células MDCK en resposta ao factor de crecemento de hepatocitos (HGF). As imaxes obtivéronse con microscopio confocal fluorescente e mostran a proteína estrutural actina, que destaca os bordos celulares. Esquerda: esferas ocas multicelulares, denominadas acinos, que creceron nun cultivo 3D. Dereita: despois de 2 días de tratamento con HGF as células formaron moitas ramas.

Nos últimos 20 anos, a comprensión da bioloxía das células MDCK en cultivos 3D avanzou principalmente polos traballos feitos no laboratorio de Keith Mostov. Este grupo centrouse na regulación da polaridade celular e os seus efectos "augas abaixo" sobre a morfoxénese ramificante.[1][19] O traballo xerado polo grupo de Mostov fixo unha síntese exitosa de décadas de coñecemento sobre a segregación espacial de funcións celulares e os seus marcadores moleculares, nun modelo destacable para a xeración e a homeostase da polaridade celular en tecidos.[20][21] En 2003 o grupo de Mostov informou do primeiro informe completo que ligaba a morfoxénese ramificante con marcas distintivas de polaridade apical-basal.[22] Este traballo estableceu que as células MDCK non perden contacto coas veciñas durante o comezo da morfoxénese ramificante, pero que os marcadores canónicos da polaridade celular pérdense transitoriamente. Un resultado deste cambio de polaridade é a reorientación da división celular ao longo de novas ramas de células que crecen, para situar correctamente as células fillas e así continuar a extensión das ramas. A motilidade celular pola cal as células MDCK producen e alongan as ramas estaba ligada con estes cambios de polaridade.

Estes descubrimentos foron integrados nun modelo para a morfoxénese ramificada centrado no rearranxo transitorio da sinalización da polaridade celular. Isto permite que células normalmente inmóbiles xeren protrusións e migren colectivamente, seguido da rediferenciación e formación de túbulos ocos. En apoio deste modelo, Mostov e colegas identificaron os efectos do HGF sobre os acinos MDCK como a provocación dunha transición parcial desde o fenotipo de célula epitelial ao de mesenquimática.[23] Isto dirixe un programa de sinalización establecido denominado a transición epitelial-mesenquimal, polo cal as células epiteliais sésiles fanse móbiles e rompen os contactos célula-célula.[15] A transición epitelial-mesenuimal propúxose como un cadoiro de sinalización transcricional que impulsa a dispersión das células, aínda que inicialmente os investigadores non combinasen os dous.[24][25] Dado que nos acinos en 3D as unións célula-célula non rompen, non está claro como relacionar de forma precisa o concepto de transición epitelial-mesenquimal coa morfoxénese ramificada.

O grupo de Mostov tamén investigou os medios polos cales o HGF activa a mobilidade celular durante a morfoxénese ramificante das MDCK.[26][27] Os seus estudos mostraron que a morfoxénere ramificante require o factor de transcrición Erk, augas abaixo do cadoiro da proteína quinase activada por mitóxeno, unha vía de transdución de sinais ben definida implicada na mobilidade celular e a proliferación.[28] A maquinaria de mobilidade celular responsable da morfoxénese ramificante das MDCK non foi especificado polo grupo de Mostov, á parte da necesidade dunha proteína de sinalización implicada en regular a pequena GTPase Rho.[27] Ademais, o laboratorio de Gardel mostrou que a motilidade invasiva das células MDCK en acinos necesita Dia1, que regula as adhesións celulares a fibrilas de coláxeno individuais.[29]

Mentres tanto, outros grupos demostraron a necesidade de proteínas de adhesión célula-matriz extracelular ou os seus reguladores na morfoxénese ramificante das MDCK.[30][31] Usando un protocolo modificado para cultivos de células MDCK e a morfoxénese ramificante, Gierke e Wittman estableceron a necesidade dunha dinámica de microtúbulos para regular os pasos iniciais na ramificación.[32] Estes investigadores obsevaron un acoplamento adhesivo da célula deficiente á matriz de coláxeno cando os microtúbulos eran desregulados. Este fenotipo indica a importancia do tráfico de adhesións celulares apropiadas e proteínas de protrusión cara á parte frontal da célula a medida que se inicia a morfoxénese ramificante. Este traballo, combinado con observacións do grupo de Mostov, confirmou que a polaridade celular é indispensable para a homeostase acinar das MDCK, así como os comportamentos migratorios durante a morfoxénese ramificante.

Notas editar

  1. ↑ 1,0 1,1 Erin O'Brien, Lucy; Zegers, Mirjam M. P.; Mostov, Keith E. (2002). "Building epithelial architecture: insights from three-dimensional culture models". Nature Reviews Molecular Cell Biology 3: 531–537. doi:10.1038/nrm859. 
  2. ↑ "ATCC". ATCC. Consultado o 28 August 2017. 
  3. ↑ Lehmann-Grube, Fritz (1963). "A Sensitive Plaque Assay for Influenza Viruses". Virology 21: 520–522. doi:10.1016/0042-6822(63)90219-8. 
  4. ↑ Moulton, J.E.; Frazier, L.M. (1961). "Deoxyribonucleic acid and protein changes in dog kidney cells infected with infectious canine hepatitis virus". Virology 15: 91–101. doi:10.1016/0042-6822(61)90226-4. 
  5. ↑ Karl Matlin, PhD, comunicación persoal
  6. ↑ Leighton, J; Estes, LW; Mansukhani, S; Brada, Z (1970). "A cell line derived from normal dog kidney (MDCK) exhibiting qualities of papillary adenocarcinoma and of renal tubular epithelium". Cancer 26: 1022–8. PMID 4248968. doi:10.1002/1097-0142(197011)26:5<1022::aid-cncr2820260509>3.0.co;2-m. 
  7. ↑ Shamir, ER; Ewald, AJ (2014). "Three-dimensional organotypic culture: experimental models of mammalian biology and disease". Nat Rev Mol Cell Biol 15: 647–64. PMC 4352326. PMID 25237826. doi:10.1038/nrm3873. 
  8. ↑ Hall, HG; Farson, DA; Bissell, MJ (1982). "Lumen formation by epithelial cell lines in response to collagen overlay: a morphogenetic model in culture". Proc Natl Acad Sci U S A 79: 4672–6. PMC 346738. PMID 6956885. doi:10.1073/pnas.79.15.4672. 
  9. ↑ McAteer, James A.; Evan, Andrew P.; Gardner, Kenneth D. (1987). "Morphogenetic clonal growth of kidney epithelial cell line MDCK". The Anatomical Record 217: 229–239. doi:10.1002/ar.1092170303. 
  10. ↑ Stoker, M; Perryman, M (1985). "An epithelial scatter factor released by embryo fibroblasts". J Cell Sci 77: 209–23. PMID 3841349. 
  11. ↑ Stoker, Michael; Gherardi, Ermanno; Perryman, Marion; Gray, Julia (1987). "Scatter factor is a fibroblast-derived modulator of epithelial cell mobility". Nature 327: 239–242. doi:10.1038/327239a0. 
  12. ↑ Behrens, J; Birchmeier, W; Goodman, SL; Imhof, BA (1985). "Dissociation of Madin-Darby canine kidney epithelial cells by the monoclonal antibody anti-arc-1: mechanistic aspects and identification of the antigen as a component related to uvomorulin". J Cell Biol 101: 1307–15. PMC 2113935. PMID 2995405. doi:10.1083/jcb.101.4.1307. 
  13. ↑ Imhof, Beat A.; Vollmers, H. Peter; Goodman, Simon L.; Birchmeier, Walter (1983). "Cell-cell interaction and polarity of epithelial cells: specific perturbation using a monoclonal antibody". Cell 35: 667–675. doi:10.1016/0092-8674(83)90099-5. 
  14. ↑ Behrens, J; Mareel, MM; Van Roy, FM; Birchmeier, W (1989). "Dissecting tumor cell invasion: epithelial cells acquire invasive properties after the loss of uvomorulin-mediated cell-cell adhesion". J Cell Biol 108: 2435–47. PMC 2115620. PMID 2661563. doi:10.1083/jcb.108.6.2435. 
  15. ↑ 15,0 15,1 Paul Thiery, Jean (2009). "Epithelial-mesenchymal transitions in development and disease". Cell 139: 871–890. doi:10.1016/j.cell.2009.11.007. 
  16. ↑ Montesano, R.; Schaller, G.; Orci, L. (1991). "Induction of epithelial tubular morphogenesis in vitro by fibroblast-derived soluble factors". Cell 66: 697–711. doi:10.1016/0092-8674(91)90115-F. 
  17. ↑ Affolter, Markus; Zeller, Rolf; Caussinus, Emmanuel (2009). "Tissue remodelling through branching morphogenesis". Nature Reviews Molecular Cell Biology 10: 831–842. doi:10.1038/nrm2797. 
  18. ↑ Weidner, KM; Arakaki, N; Hartmann, G; Vandekerckhove, J; Weingart, S; Rieder, H; Fonatsch, C; Tsubouchi, H; Hishida, T; Daikuhara, Y (1991). "Evidence for the identity of human scatter factor and human hepatocyte growth factor". Proc Natl Acad Sci U S A 88: 7001–5. PMC 52221. PMID 1831266. doi:10.1073/pnas.88.16.7001. 
  19. ↑ Bryant, DM; Mostov, KE (2008). "From cells to organs: building polarized tissue". Nat Rev Mol Cell Biol 9: 887–901. PMC 2921794. PMID 18946477. doi:10.1038/nrm2523. 
  20. ↑ Martin-Belmonte, Fernando; Gassama, Ama; Datta, Anirban; Yu, Wei; Rescher, Ursula; Gerke, Volker; Mostov, Keith (2007). "PTEN-mediated apical segregation of phosphoinositides controls epithelial morphogenesis through Cdc42". Cell 128: 383–397. doi:10.1016/j.cell.2006.11.051. 
  21. ↑ Bryant, David M.; Roignot, Julie; Datta, Anirban; Overeem, Arend W.; Kim, Minji; Yu, Wei; Peng, Xiao; Eastburn, Dennis J.; Ewald, Andrew J.; Werb, Zena; Mostov, Keith E. (2014). "A molecular switch for the orientation of epithelial cell polarization". Developmental Cell 31: 171–187. doi:10.1016/j.devcel.2014.08.027. 
  22. ↑ Yu, Wei; O'Brien, Lucy E.; Wang, Fei; Bourne, Henry; Mostov, Keith E.; Zegers, Mirjam M.P. (2003). "Hepatocyte growth factor switches orientation of polarity and mode of movement during morphogenesis of multicellular epithelial structures". Molecular Biology of the Cell 14: 748–763. doi:10.1091/mbc.E02-06-0350. 
  23. ↑ Zegers, Mirjam M.P.; O'Brien, Lucy E.; Yu, Wei; Datta, Anirban; Mostov, Keith E. (2003). "Epithelial polarity and tubulogenesis in vitro". Trends in Cell Biology 13: 169–176. doi:10.1016/S0962-8924(03)00036-9. 
  24. ↑ Janda, Elzbieta; Lehmann, Kerstin; Killisch, Iris; Jechlinger, Martin; Herzig, Michaela; Downward, Julian; Beug, Hartmut; Grünert, Stefan (2002). "Ras and TGFβ cooperatively regulate epithelial cell plasticity and metastasis". The Journal of Cell Biology 156: 299–314. doi:10.1083/jcb.200109037. 
  25. ↑ Kalluri, Raghu (2003). "Epithelial-mesenchymal transition and its implications for fibrosis". Journal of Clinical Investigation 112: 1776–1784. doi:10.1172/JCI20530. 
  26. ↑ Erin O'Brien, Lucy (2004). "ERK and MMPs sequentially regulate distinct stages of epithelial tubule development". Developmental Cell 7: 21–32. doi:10.1016/j.devcel.2004.06.001. 
  27. ↑ 27,0 27,1 Kim, M.; Shewan, A. M.; Ewald, A. J.; Werb, Z.; Mostov, K. E. (2015). "p114RhoGEF governs cell motility and lumen formation during tubulogenesis through a ROCK–myosin-II pathway". Journal of Cell Science 128: 4317–4327. doi:10.1242/jcs.172361. 
  28. ↑ Vial, Emmanuel; Sahai, Erik; Marshall, Christopher J. (2003). "ERK-MAPK signaling coordinately regulates activity of Rac1 and RhoA for tumor cell motility". Cancer Cell 4: 67–79. doi:10.1016/S1535-6108(03)00162-4. 
  29. ↑ Timothy Best (2017-05-06). Tim Fessenden Thesis Defense 05-02-2017 (Tese). Consultado o 2017-09-28. 
  30. ↑ Hunter, Michael P.; Zegers, Mirjam M. (2010). "Pak1 regulates branching morphogenesis in 3D MDCK cell culture by a PIX and β1-integrin-dependent mechanism". American Journal of Physiology-Cell Physiology 299: C21–C32. doi:10.1152/ajpcell.00543.2009. 
  31. ↑ Jiang, Si-Tse; Chiu, Sue-Jean; Chen, Hong-Chen; Chuang, Woei-Jer; Tang, Ming-Jer (2001). "Role of α 3 β 1 integrin in tubulogenesis of Madin-Darby canine kidney cells". Kidney International 59: 1770–1778. doi:10.1046/j.1523-1755.2001.0590051770.x. 
  32. ↑ Gierke, Sarah; Wittmann, Torsten (2012). "EB1-recruited microtubule+ TIP complexes coordinate protrusion dynamics during 3D epithelial remodeling". Current Biology 22: 753–762. doi:10.1016/j.cub.2012.02.069. 

Véxase tamén editar

Ligazóns externas editar

Traído desde «https://gl.wikipedia.org/w/index.php?title=Células_MDCK&oldid=6708139»